2. 泰安市中心医院, 泰安 271018
2. The Central Hospital of Tai'an, Tai'an 271018, China
长期以来，我国北方农村肉鸭的养殖多采取低成本、设施简陋的大棚养殖方式[1]。大棚多采用草帘和塑料薄膜覆盖，地面铺以垫料，采用自然通风、消毒及粪便清扫的卫生管理方式，该方式虽在一定程度上减少了投入，但也带来一系列的负面问题。如在冬季为保温的需要，大棚通风次数和时间均减少，进而导致大棚内的微生物气溶胶浓度在短时间内升高。微生物气溶胶是空气环境质量的重要指征[2]。气载细菌、气载真菌、气载革兰氏阴性菌及其代谢产物(如内毒素)等是微生物气溶胶的重要成分。畜禽舍空气中的微生物及其代谢产物所形成的气溶胶可导致环境污染，且高浓度的微生物气溶胶可导致畜禽机体免疫负荷过重，抵抗力下降，易感性升高，以及相关疫病发生与流行[3, 4]，对动物健康和生产性能造成较重的危害。另外，动物在受不良环境刺激的应激生理反应中，下丘脑-垂体-肾上腺皮质轴(HPAA)激活及由此引起促肾上腺皮质激素(ACTH)等“应激激素”分泌水平的上升，为此人们将其分泌量的多少作为反映应激强度的客观指标[5]。
截至目前，畜禽舍微生物气溶胶的研究多集中在气溶胶的种类、浓度以及向周围环境的传播[6, 7, 8, 9, 10, 11]。然而，其对动物体生产性能的影响、环境应激的评价、以及不同卫生管理措施对畜禽舍空气环境质量的影响等方面很少问津。为此，本研究设置肉鸭的冬季大棚养殖模型，通过前期的探索采取不同的卫生管理方式形成不同的微生物气溶胶浓度，在监测不同饲养卫生管理状态下的肉鸭舍主要微生物气溶胶参数的基础上，从动物环境应激的角度出发，研究微生物气溶胶对鸭群生产性能的影响，揭示控制环境空气质量的关键技术问题、应激及其造成的危害，以期为制定家禽的饲养环境空气微生物气溶胶标准奠定理论基础。
1 材料与方法 1.1 试验设计该研究于2014年1—3月在山东农业大学畜 牧兽医试验站进行。试验设1个对照组(A组)和4个清洁程度逐步变差的试验组(B、C、D、E组)，1日龄时随机分组，每组3个重复，每个重复40只。5个试验鸭舍的建筑构造相同，各组配备有同等规格的排气扇、暖气片、日光灯(80 W)等设备。各鸭舍温度控制在20~24 ℃。舍长宽高为5 m×4 m×3 m，向阳面各有一个窗户(2.0 m×1.5 m)，每个鸭舍都有一个玻璃门(0.8 m×1.6 m)，用于观察肉鸭活动。试验动物为1日龄樱桃谷肉鸭600只，饲粮为全价肉鸭料(泰安市六和有限公司)。厚垫料方式平养，自由采食和饮水。定期采用撒磷酸、磷酸钙、生石灰、明矾等方式吸收各组鸭舍空气中的有害气体[12, 13]。光照时间为16 h(05:00—21:00)，肉鸭眼睛处的光照强度大约为60 lx。为形成不同浓度的微生物气溶胶，对5组鸭舍进行不同的卫生管理，各组的卫生管理方式如表1所示。
 | 表1 各组的卫生管理方式 Table 1 Health management mode of each group |
使用国际标准的Andersen-6级撞击式空气微生物采样器采集鸭舍空气样品[14]，气流速率28.3 L/min，采样时间1~2 min，地点为每组鸭舍中心，高度为0.2 m，采样次数为每周1次。采样介质分别为5%脱纤绵羊血大豆琼脂培养基、沙氏培养基、革兰氏阴性菌选择性培养基。培养完成后依照Andersen[14]校正表校正后计算各自的气载菌落数(CFU/m3)。
1.2.2 气载内毒素的检测使用国际标准的AGI-30液体喷冲式采样器收集鸭舍空气样品，检测其内毒素[15]。介质为50 mL的无热原水，气流速率为12.5 L/min，采集时间20 min，采样地点为每组鸭舍中心，采样高度为0.2 m，采样次数为每周1次。鲎阿米巴样细胞裂解物(limulus amebocyte lysate,LAL)试验测得样品中内毒素含量。采用国际单位EU(endotoxin unit)为气载内毒素的含量单位，1 EU=0.1 μg标准内毒素。
1.2.3 有害气体的检测使用复合式气体检测仪(GC310)检测各组鸭舍内的氨气和硫化氢气体，检测高度为0.2 m，采集次数为每周1次。
1.2.4 ACTH的检测分别在第4、5、6、7、8周龄时，每组随机取20只肉鸭，趾静脉采血，离心分离血清，使用鸭ACTH检测试剂盒(南京森贝伽，LOT：201410)检测其浓度。
1.2.5 肉鸭生产性能的测定在第4、6、8周龄时的每天08:00(饲喂前)记录每组的肉鸭体重、采食量，并计算平均日采食量(ADFI)、平均日增重(ADG)和料重比(F/G)。出栏当天肉鸭空腹8 h，每组随机抽取30只，称重记录活重、屠体重、胸肌重、全净膛重，并按公式计算屠宰率、全净膛率等屠宰指标。
1.3 数据分析数据用SAS 9.1软件中的GLM进行单因素方差分析(one-way ANOVA)，并对不符合正态分布的数据进行相应的数据转化。空气环境参数用最大值和最小值反映数值的波动范围，具体值以“平均值”表示，其他结果均以“平均值±标准差”表示。并用Pearson’s进行微生物气溶胶主要成分、氨气与生产性能指标的相关性分析，最后用逐步回归法建立函数方程。显著性差异水平为P＜0.05，极显著性差异水平为P＜0.01。
2 结 果 2.1 不同清洁卫生条件下的各组微生物气溶胶及有害气体的浓度由表2可知，随肉鸭舍卫生条件的逐步变差，气载需氧菌、真菌、革兰氏阴性菌、内毒素及氨气浓度整体均呈一定程度的递增。
| 表2 不同清洁卫生条件下肉鸭舍气载需氧菌、真菌、革兰氏阴性菌、内毒素和有害气体的浓度 Table 2 Concentration of airborne aerobe,airborne fungi,airborne gram-negative,airborne endotoxin and noxious gas under different sanitary conditions (n=15) |
由图1可知，随肉鸭舍内卫生条件的逐步变差，C、D、E组在4、5周龄时ACTH浓度呈上升的趋势，但在6、7、8周龄时则呈先上升后下降的趋势。另外，随着饲养周龄的延长，B组整体上均呈现上升趋势。
分析显示：在4周龄时，D、E组的ACTH浓度分别为(18.80±2.23)和(18.65±1.31) ng/L，为A组的1.2倍(P＜0.05)；5周龄时，D、E组的ACTH浓度分别为(24.14±1.97)和(24.26±1.53) ng/L，为A组的1.5倍(P＜0.01)；6周龄时，C、D、E组的ACTH浓度分别为(22.15±2.06)、(23.56±3.13)、(21.40±1.56) ng/L，为A组的1.2~1.4倍(P＜0.05或P＜0.01)；7周龄时，B、E组的ACTH浓度分别为(19.94±1.27)和(19.85±1.29) ng/L，为A组的1.2倍(P＜0.05)；C、D组的ACTH浓度分别为(20.53±1.49)和(24.35±1.11) ng/L，为A组的1.2~1.4倍(P＜0.01)；8周龄时，C、D、E组的ACTH浓度分别为(20.72±1.25)、(23.59±2.74)、(20.22±2.54) ng/L，为A组的1.2~1.4倍(P＜0.05或P＜0.01)。
 | 数据柱上标不同小写字母表示差异显著（P＜0.05），不同大写字母表示差异极显著（P＜0.01），相同或无字母表示差异不显著（P>0.05）。
Value columns with the same small letter mean significant difference (P＜0.05), and with different capital letter superscripts mean significant difference (P＜0.01), while with the same or no letter superscripts mean no significant difference (P>0.05).图1 不同清洁卫生条件下肉鸭促肾上腺皮质激素浓度的比较 Fig. 1 Comparison of ACTH concentration of meat ducks under different sanitary conditions (n=20) |
由表3可知，随肉鸭舍卫生条件的不断变差，ADFI、ADG整体均呈下降趋势，F/G呈上升趋势。
分析显示：对于ADFI，4周龄时，C、D、E组均显著低于A组(P＜0.05)，分别降低14.20%、10.92%、13.43%；6和8周龄时，E组显著均低于A组(P＜0.05)，分别降低22.98%、20.82%。对于ADG，4周龄时，D、E组均显著低于A组(P＜0.05)，分别降低30.54%、31.56%；6周龄时，D、E组均显著或极显著低于A组(P＜0.05或P＜0.01)，分别降低30.43%、42.82%；8周龄时，C、D、E组均显著或极显著低于A组(P＜0.05或P＜0.01)，分别降低27.46%、29.53%和45.60%。对于F/G，4和6周龄时，D、E组均显著高于A组(P＜0.05)，分别提高28.24%、26.39%和26.03%、34.70%；8周龄时，D、E组均显著或极显著高于A组(P＜0.05或P＜0.01)，分别提高37.24%和45.52%。
2.3.2 死淘率和屠宰指标由表4可知，随肉鸭舍卫生条件的不断变差，肉鸭的死淘率呈上升趋势，而屠宰率、屠体重、全净膛率、胸肌重和胸肌率则总体呈下降趋势。
分析显示：对于死淘率，C、D、E组均显著或极显著高于A组(P＜0.05或P＜0.01)；对于屠宰率，D、E组均极显著低于A组(P＜0.01)，分别降低9.72%、7.91%；对于屠体重，D、E组均极显著低于A组(P＜0.01)，分别降低25.91%、31.56%；对于全净膛率，各组间差异不显著(P>0.05)；对于胸肌重，D、E组均极显著低于A组(P＜0.01)，分别下降39.58%、41.67%；对于胸肌率，D、E组均显著低于A组(P＜0.05)，分别降低21.04%、19.40%。
| 表3 不同清洁卫生条件下肉鸭生产性能的比较 Table 3 Comparison of the performance of meat ducks under different sanitary conditions |
| 表4 不同清洁卫生条件下肉鸭死淘率和屠宰指标的比较 Table 4 Comparison of the mortality and slaughter index of meat ducks under different sanitary conditions (n=30) |
由表5可知，肉鸭的F/G与气载真菌浓度、气载革兰氏阴性菌浓度、气载内毒素浓度有强的正相关(分别为：r=0.99，P=0.000 3；r=0.85，P=0.011 6；r=0.88，P=0.001 4)；死淘率与气载需氧菌浓度、气载内毒素浓度有强的正相关(分别为：r=0.95，P=0.010 2；r=0.710，P=0.030 9)；屠宰率与气载真菌浓度、气载革兰氏阴性菌浓度、气载内毒素浓度有强的负相关(分别为：r=-0.73，P=0.021 0；r=-0.78，p=0.011 1；r=-0.82，P=0.025 9)；胸肌率与气载革兰氏阴性菌浓度、气载内毒素浓度也有强的负相关(分别为：r=-0.89，P=0.038 7；r=-0.91，P=0.027 3)。预测模型分别如下：
式中：Y为F/G；X1为气载真菌；X2为气载革兰氏阴性菌；X3为气载内毒素。
式中：Y为死淘率；X1为气载需氧菌；X2为气载内毒素。
式中：Y为屠宰率；X1为气载真菌；X2为气载革兰氏阴性菌；X3为气载内毒素。
式中：Y为胸肌率；X1为气载革兰氏阴性菌；X2为气载内毒素。
| 表5 微生物气溶胶主要成分、氨气与生产性能指标的相关性 Table 5 Correlation between major microbial aerosol components,NH3 and performance indicators |
在本研究中，通过改变肉鸭舍的通风方式、通风时间和清洗料槽、水槽及消毒的频率等把鸭舍环境设置成清洁卫生程度逐步变差的4个试验组和1个正常对照组，监测并比较了不同卫生环境质量中微生物气溶胶的浓度。随着试验组饲养卫生条件的变差，其内的微生物气溶胶浓度整体不断增加。尽管目前对鸭舍的气载需氧菌、真菌、革兰氏阴性菌、内毒素等尚无统一的卫生标准，但以上大部分相关数据已远高于公共场所卫生标准所规定的细菌总数<6.0×103 CFU/m3(GB 9663—9673-88)、室内空气细菌总数≤4.0×103 CFU/m3 (GB/T 17093—1997)，Krzysztofik等[16]所建议的禽舍气载细菌和真菌浓度分别不可超出1.0×105和2.0×103 CFU/m3，革兰氏阴性菌浓度不可高于2.0×104 CFU/m3[17]，Rylander等[18]所提出的引起人肺炎的气载内毒素浓度标准2.0×103 EU/m3。可见，本研究中鸭舍微生物气溶胶对肉鸭和饲养人员的健康构成一定的威胁。
由以上结果可知，有计划的通风、更换垫料、消毒等卫生管理方式能够显著减少鸭舍环境空气中的微生物气溶胶浓度，是保障空气环境质量的重要措施。
3.2 微生物气溶胶对肉鸭应激水平的影响动物舍环境生物气溶胶的不断地产生和积聚，通过直接接触呼吸道、眼结膜、鼻黏膜等途径反作用于动物体。动物体受到应激时，应激信号刺激下丘脑室旁核分泌ACTH释放激素增多，使垂体前叶分泌的ACTH浓度增加[19]，且一定程度的冷应激会对鸡的血清ACTH浓度产生显著影响[20]。
在本研究中，随着试验组清洁卫生条件的逐步恶化，肉鸭血清ACTH浓度整体呈现上升的趋势，但在6、7、8周龄时，则呈现为先上升后下降的趋势，这可能是由于在D、E组出现了“恶性应激”，即动物对短暂轻度的应激可以通过代偿反应来适应，但若长时间的应激，则不论应激程度强度如何都可能会对动物产生生理机能的减退、免疫器官的萎缩等有害影响[5]，从而使得E组肉鸭的应激激素分泌量下降。
3.3 微生物气溶胶对肉鸭生产性能的影响微生物气溶胶是空气环境质量的主要指征[2]，高浓度的微生物气溶胶及其代谢产物可能影响动物健康和生产能力[21]。饲养卫生条件较差的环境可导致动物生长速度下降[22]。本研究将舍内微生物浓度水平设置成逐渐增加的5个浓度梯度，浓度最小的一组为对照，定期测定气载需氧菌、真菌、革兰氏阴性菌微生物气溶胶浓度。并使用复合式气体检测仪监测经磷酸、磷酸钙、生石灰、明矾等吸附处理的各组鸭舍空气。分析显示：随微生物气溶胶浓度的逐渐升高，鸭的ADG、胸肌率等呈下降趋势，F/G、死淘率等呈大幅上升趋势。
在本研究中，由微生物气溶胶主要成分、氨气与肉鸭生产性能指标的相关性分析及其所建立的预测模型可知，气载革兰氏阴性菌及其分解产物(内毒素)与肉鸭的F/G、屠宰率和胸肌率等指标都有极强的相关性，而气载需氧菌只与死淘率有相关性，这可能是由于革兰氏阴性菌中包含大量的致病菌和条件致病菌的原故[11]。此外，在整个试验周期中，有害气体硫化氢未检测出，氨气平均值＜10 mg/L(GB/T 1840.7—2001)，且由氨气与肉鸭生产性能指标的相关性分析可知，氨气与生产性能指标的相关性均不具有统计学意义，为此本研究可忽略氨气对肉鸭生产性能的影响。以上结果充分说明在本研究中鸭舍空气环境中微生物气溶胶是影响鸭生产性能的主要因素，且高到一定浓度的微生物气溶胶可显著影响肉鸭的生产性能。原因可能是高浓度的微生物气溶胶使受试动物形成应激。而处于应激状态的动物胃肠蠕动减慢，胃肠内容物停留时间延长，使胃内充盈，并通过相应感受器传到下丘脑采食中枢，使采食中枢受到部分抑制，从而进一步导致采食量的下降[19]。动物采食量的下降是导致生产性能降低的主要因素[23]。另外，随着试验组养殖环境的逐步变差，当鸭舍环境质量状况达到D、E组程度时，肉鸭的ADG、胸肌率、屠宰率等指标均显著或极显著低于A组；F/G、死淘率显著或极显著高于A组。该结果表明饲养环境质量的好坏对肉鸭的生长性能产生直接影响，差的养殖环境会对家禽的生产效益产生消极影响。
4 结 论① 递增微生物气溶胶浓度方式诱导肉鸭产生环境生物应激，长时间的应激导致肉鸭的ADFI、屠宰率、屠体重、胸肌重、胸肌率等指标显著降低，F/G、死淘率等指标显著升高。
② 微生物气溶胶中的气载革兰氏阴性菌及气载内毒素对肉鸭生产性能的影响较大。
③ 气载需氧菌2.96×105 CFU/m3、气载真菌2.63×104 CFU/m3、气载革兰氏阴性菌3.09×104 CFU/m3、气载内毒素41.78×103 EU/m3可初步作为肉鸭养殖环境中的微生物气溶胶上限标准。
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