我国农业农村部将于2020年全面禁止抗生素促生长剂在养殖生产中的应用,在当前形势下,加快抗生素替代品的高效科学应用已迫在眉睫。近年来的研究证实,饲粮中添加乳酸菌制剂能够通过改善肠道菌群平衡,起到促进机体健康生长的作用[1-2]。研究表明,乳酸菌能够依靠菌体自身表面的蛋白及多糖等物质黏附于宿主的肠上皮细胞进行定植及其代谢产物的分泌,抑制病原菌的黏附和生长繁殖[3]。添加乳酸菌制剂能够增加猪群消化道中乳酸菌等有益菌的数量,减少大肠杆菌、梭杆菌及链球菌等致病菌的数量,帮助机体建立以有益菌为优势菌群的微生态体系[4-5]。Zhang等[6]研究表明,饲粮中添加罗伊氏乳杆菌制剂能够增加仔猪空肠微生物多样性,改善空肠、盲肠和结肠菌群组成。目前有关乳酸菌在生长猪方面的研究较少,并且在肠道菌群结构发生变化后,肠道内代谢产物及血液指标等发生的何种变化还不清楚。研究发现,卷曲乳杆菌(Lactobacillus crispatus)具有较强的黏附性能及抗感染作用,能够抑制大肠杆菌、沙门氏菌等致病菌对Caco-2、HT-29细胞的黏附[7-8],但该菌在养猪生产中的应用研究还较少。为此,本试验拟探讨卷曲乳杆菌对生长猪生长性能的影响,并进一步分析该菌对生长猪粪便菌群和短链脂肪酸组成以及血清长链脂肪酸组成的影响,旨在为乳酸菌制剂在养猪生产中的推广应用提供依据。
1 材料与方法 1.1 试验材料猪源卷曲乳杆菌分离于生长育肥猪粪便,其冻干制剂(活菌数5.5×109 CFU/g)由北京市农林科学院畜牧兽医研究所制备。
1.2 试验设计与饲养管理选用平均体重为(20.35±0.53) kg的二元杂交(长×大)生长猪120头,随机分成2组,每组设4个重复,每个重复15头。对照组饲喂基础饲粮,试验组在基础饲粮中添加卷曲乳杆菌冻干制剂,每千克饲粮中有效活菌数为5.5×109 CFU,试验期为30 d。基础饲粮参照我国《猪饲养标准》(NY/T 65—2004)配制,基础饲粮组成及营养水平见表 1。试验在封闭式猪舍内进行,水泥地面,地面圈养,自由采食,以鸭嘴式饮水器提供充足清洁饮水。免疫、驱虫和消毒按猪场规程进行。
分别在试验开始和结束时进行空腹称重,记录每天消耗饲粮情况,计算平均日增重、平均日采食量和料重比。
1.4 粪样采集、16S rRNA测序及分析试验结束当天早晨采集新鲜粪样,每组采集30头猪的粪便,将每3头猪的粪便混合成1个样品,每组得到10个样品,试验共得到20个样品,迅速置于干冰中,带回实验室后于-80 ℃保存,用于总DNA提取。采用Qiagen DNA提取试剂盒提取粪便总DNA,详细提取步骤参照试剂盒说明书。对提取的总DNA进行纯化以及纯度和浓度检测。以生长猪粪便细菌总DNA为模板,对细菌16S rRNA V3~V4区进行PCR扩增。细菌通用引物为:338F(5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3′)、806R(5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′)。PCR扩增体系(20 μL):5×FastPfu Buffer,4 μL;dNTPs(2.5 mmol/L),2 μL;上游引物(5 μmol/L),0.8 μL;下游引物(5 μmol/L),0.8 μL;FastPfu Polymerase,0.4 μL;DNA模板,10 ng。PCR反应参数:95 ℃ 3 min;95 ℃ 30 s,55 ℃ 30 s,72 ℃ 45 s,27个循环;72 ℃,延伸10 min。将每个样品3个重复的PCR产物混合后,依次进行切胶回收PCR产物、Tris-HCl洗脱及2%琼脂糖凝胶电泳检测。根据电泳初步定量结果,将PCR产物用QuantiFluor-ST蓝色荧光定量系统进行定量检测,之后按照每个样本的测序量要求,进行相应比例的混合后通过Illumina Miseq PE300平台进行测序。
利用PE reads之间的overlap关系,把成对reads拼接成为1条序列进行质控过滤得到有效序列。对过滤后样本序列采用barcode区分,进行Alpha多样性及菌群组成结构分析。Alpha多样性指数包括丰富度指数(Chao1指数、ACE指数)、多样性指数(Simpson指数、Shannon指数)和覆盖度(Coverage)。采用RDP classifier贝叶斯算法对97%相似水平的操作分类单元(OTU)进行分类学分析,在各个水平上对每个样品的群落组成进行统计。
1.5 粪便短链脂肪酸组成测定将生长猪粪便样品解冻后取1 g,加入3 mL 50 mmol/L的硫酸溶液,4 ℃静置30 min,20 000×g离心10 min,将上清液过滤到进样瓶中,使用安捷伦气相色谱仪GC-6890对短链脂肪酸组成进行测定。色谱柱长30 m,内径0.32 mm,膜厚度0.5 μm,进样器和探测器温度分别为260和280 ℃,载气为氦气,流速为2.5 mL/min。
1.6 血清采集及血清长链脂肪酸组成测定试验结束时,从每组随机挑选8头猪,共16个样品,试验猪前腔静脉采血5 mL,分离血清,于-20 ℃保存。取1 mL血清样品于水解管中,加入4 mL氯乙酰/甲醇溶液和1 mL C11 : 0内标溶液(1.0 mg/mL),80 ℃水浴2 h,待溶液冷却后加入5 mL 7%的碳酸钾溶液进行中和反应,将脂相溶液吸取到进样小瓶中,使用气相色谱仪对长链脂肪酸组成进行分析。色谱柱长60 m,内径0.25 mm,膜厚度0.25 μm,进样器和探测器温度分别为260和270 ℃,载气为氦气,流速为2 mL/min。
1.7 数据处理与分析生长猪生长性能、粪便Alpha多样性指数与短链脂肪酸含量以及血清长链脂肪酸含量结果用平均值±标准差表示,采用SPSS 19.0统计软件的ANOVA程序进行单因素方差分析,对平均值进行t检验,以P < 0.05作为差异显著。
2 结果与分析 2.1 生长性能由表 2可知,与对照组相比,饲粮添加卷曲乳杆菌制剂的试验组生长猪末重提高了5.52%(P < 0.05),平均日增重提高了7.32%(P < 0.05),料重比降低了5.68%(P < 0.05)。此外,试验组的平均日采食量较对照组有上升趋势,但差异不显著(P > 0.05)。
由表 3可知,与对照组相比,试验组生长猪粪便菌群ACE指数和Chao1指数显著增加(P < 0.05),说明卷曲乳杆菌能够增加生长猪粪便菌群的物种丰富度。生长猪粪便菌群的Coverage均在0.99以上,说明测序质量极高,未被检测到的可能性极低。
根据物种注释结果,各组在门、属水平上的比例及门、属热图见图 1至图 4。厚壁菌门(Firmicutes)、拟杆菌门(Bacteroidetes)和变形菌门(Proteobacteria)是2组粪便中的优势菌门,3个菌门的总和在2组中均占98%以上。在门水平上,与对照组相比,试验组生长猪粪便中变形菌门(1.83% vs. 1.16%)、拟杆菌门的比例(44.17% vs. 38.11%)降低,但厚壁菌门的比例(58.83% vs. 52.74%)增加。在属水平上,与对照组相比,试验组生长猪粪便中乳酸杆菌属(Lactobacillus)、光岗菌属(Megasphaera)、普氏菌属_UCG-003(Prevotellaceze_UCG-003)、瘤胃菌科_UCG-008(Ruminococcaceae_UCG-008)等属的比例增加,粪便杆菌(Faecalibacterium)、月形单胞菌属(Selenomnas)等属的比例减少。
由表 4可知,与对照组相比,试验组生长猪粪便中乙酸含量减少了9.88%(P < 0.05),丁酸含量增加了6.20%(P < 0.05),但2组之间甲酸、丙酸、异丁酸、戊酸和异戊酸含量无显著差异(P > 0.05)。
由表 5可知,与对照组相比,试验组生长猪血清饱和脂肪酸中肉豆蔻酸和二十三烷酸的含量分别降低了21.68%(P < 0.05)和19.62%(P < 0.05),血清单不饱和脂肪酸中油酸的含量增加了15.38%(P < 0.05);另外,试验组生长猪血清多不饱和脂肪酸中亚油酸和花生四烯酸的含量也显著提高(P < 0.05),分别提高了11.12%和6.28%。
研究认为,在饲粮中添加乳酸菌制剂能提高猪小肠绒毛高度与隐窝深度比值,维持紧密连接完整性,维持肠道的正常生理功能,促进机体对营养物质的消化吸收及猪群的健康生长[9-10]。目前有关乳酸菌在仔猪生产中的应用较多,在生长猪阶段的应用研究还较少。肖驰等[11]研究发现,饲粮中添加保加利亚乳杆菌可显著提高生长猪的平均日增重和饲料转化效率,表明了保加利亚乳杆菌具有促生长作用。侯改凤[12]研究发现,德氏乳杆菌可改善育肥猪肠道结构形态,促进饲粮养分的消化吸收和代谢,改善育肥猪的生长性能。Canibe等[13]和Lyberg等[14]分析认为,乳酸菌产生的乳酸可以降低消化道pH,使动物更容易消化和吸收营养物质。Collington等[15]的研究表明,乳酸菌能够提高猪小肠内蔗糖酶、乳糖酶、三肽酶等重要消化酶的活性,对于营养物质的消化吸收具有重要作用。本试验结果显示,饲粮中添加卷曲乳杆菌后,生长猪的末重、平均日增重和料重比都得到了显著改善,这说明来源于猪消化道的卷曲乳杆菌对生长猪具有促进生长的作用。
3.2 卷曲乳杆菌对生长猪粪便菌群多样性和菌群组成的影响肠道菌群在机体营养物质的消化吸收等方面发挥着重要的作用,其与宿主的代谢、生理状况和健康有着密切的联系。仔猪在出生过程中随着外界环境的变化,肠道内逐渐形成菌群,菌群的组成受到日龄、饲粮及环境等因素的影响。高通量测序技术能够完成菌群的深度测序,并灵敏地检测出菌群结构甚至及其微弱变化[16]。Chao1指数和ACE指数用来表示群落的物种丰富度,数值越高说明物种丰富度越高,Simpson指数和Shannon指数代表着群落多样性,Simpson指数的数值越大,群落多样性越低,而Shannon指数数值越大,群落多样性越高。Zhang等[6]指出,与抗生素组相比,饲喂罗伊氏乳杆菌增加了仔猪空肠菌群的Chao1指数、ACE指数和Shannon指数,说明罗伊氏乳杆菌能够增加猪群肠道微生物物种丰富度和多样性。王四新等[17]也报道了干酪乳杆菌能够增加北京黑猪保育猪粪便的菌群丰富度和多样性。研究认为,肠道具有较高的菌群多样性有益于动物的整体健康和生产力的提高[18]。本试验结果显示,饲粮中添加卷曲乳杆菌显著增加了生长猪粪便菌群的Chao1指数和ACE指数,这说明该菌株能够提高猪群菌群的物种丰富度,并对于提高猪群生产水平具有积极促进作用。
在粪便菌群组成方面,本试验结果显示厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门及梭杆菌门是优势菌门,这与Zhao等[19]报道的猪群粪便中优势菌门组成是一致的。Arumugam等[20]指出,肠道中拟杆菌门是发酵碳水化合物的一类菌群,菌群中厚壁菌门与拟杆菌门的比例常常被作为评价猪群肥胖程度的重要指标之一,猪群肥胖,其肠道中厚壁菌门的比例增加,拟杆菌门的比例减少[21]。本试验中,与对照组相比,饲粮添加卷曲乳杆菌增加了生长猪粪便中厚壁菌门的比例,减少了拟杆菌门的比例,厚壁菌门与拟杆菌门的比值为1.54,要高于对照组的1.19,在前面的生长性能结果中,试验组生长猪末重高于对照组,分析原因可能是与肠道中的厚壁菌门比例较高有关。在属水平上,普氏菌属、普雷沃菌属、乳酸杆菌属、巨型球菌属、毛螺旋菌属和链球菌属是2组生长猪粪便中的优势菌属。研究指出,仔猪在断奶后,普氏菌属会成为肠道中主要优势菌属之一,是由于仔猪在断奶后饲粮中植物性饲料成分增加,但随着日龄的增加,普氏菌属比例会相应减少,如10周龄其比例约为30%,而22周龄会降低为3.5%~4.0%[22-23]。本试验中,2组生长猪粪便中普氏菌属比例总和均约为25%。另外,饲粮中添加卷曲乳杆菌增加了生长猪粪便中乳杆菌属、巨型球菌属及瘤胃菌科_UCG-008等的比例,因此,生长猪菌群组成的变化是否会引起肠道代谢产物的改变需要进一步研究分析。
3.3 卷曲乳杆菌对生长猪粪便短链脂肪酸组成的影响短链脂肪酸是肠道菌群的主要代谢产物,是肠道内细菌(主要是结肠)发酵未消化碳水化合物生成,其组成和含量与动物整体代谢与健康有着紧密的关系,受饲粮纤维含量的影响较大。短链脂肪酸是肠上皮细胞主要的能量来源,能够维持肠细胞功能、调节免疫反应等,也是连接肠细胞代谢、菌群及基因表达调控的重要纽带[24-25]。Liu等[2]曾报道了乳酸菌有助于增加结肠中丁酸的含量,但对其机制并未深入分析。本试验结果显示,饲粮中添加卷曲乳杆菌后,生长猪粪便中乳酸和丁酸含量显著增加,乙酸含量显著减少。Duncan等[26]早在2004年就提出,肠道中约有50%产丁酸菌需要消耗乙酸形成丁酸,是依赖于丁酰辅酶转移酶、乙酰辅酶A合成丁酸,因此,乙酸为肠道细菌合成丁酸提供了重要基质。通过本试验结果可以推测,卷曲乳杆菌能够通过肠道菌群促进乙酸向丁酸的转化,但其机制还有待深入探讨。另有研究指出,毛螺旋菌属、巨型球菌属和瘤胃菌属与肠道短链脂肪酸含量具有正相关性[27],毛螺旋菌属能够发酵底物产生丁酸[28],而巨型球菌属能够产生乙酸、丙酸和丁酸等[29],瘤胃菌属能发酵多糖产生短链脂肪酸等[30]。本试验中,卷曲乳杆菌增加了生长猪粪便中乳酸杆菌属、巨型球菌属和瘤胃菌科_UCG-008等的比例,由此可见,该菌株对生长猪粪便菌群的影响与其短链脂肪酸组成的变化具有密切关系,而卷曲乳杆菌通过改善肠道菌群及其代谢产物的组成更有益于猪群生长性能的提高。
3.4 卷曲乳杆菌对生长猪血清长链脂肪酸组成的影响长链脂肪酸是指含14个及以上碳原子的脂肪酸,长链脂肪酸在动物机体生长发育及健康方面具有重要的作用。已有研究发现,乳酸菌在体外促进亚油酸和共轭亚油酸的生物合成[31-32]。本研究所前期曾对断奶仔猪肠内容物长链脂肪酸组成进行了测定,发现了罗伊氏乳杆菌能够显著增加仔猪结肠中亚油酸和花生四烯酸的含量[33]。本试验在前期基础上,进一步测定了卷曲乳杆菌对生长猪血清长链脂肪酸组成的影响,结果发现,卷曲乳杆菌能显著降低生长猪血清饱和脂肪酸中肉豆蔻酸和二十三烷酸的含量,但显著增加了单不饱和脂肪酸中油酸以及多不饱和脂肪酸中亚油酸和花生四烯酸的含量,这说明肠道中不饱和脂肪酸的代谢影响了其在血清中的含量,但目前关于机体不饱和脂肪代谢与菌群变化存在哪些关联还未见报道。Światkiewicz等[34]指出,通过饲粮调控不饱和脂肪酸能够影响到动物脂肪组织的代谢,而猪肉脂肪组织的含量及饱和程度又会影响肉质的感官品质。因此,下一步需探讨乳酸菌对猪肉产品中不饱和脂肪酸的影响,以进一步分析菌株对猪肉品质的调控作用。
4 结论本试验条件下,在饲粮中添加5.5×109 CFU/kg卷曲乳杆菌能够影响生长猪的粪便菌群组成,增加粪便中丁酸的含量,并改善血清中不饱和脂肪酸的组成,从而对生长猪的肠道健康及生长起到促进作用。
[1] |
JIAO L F, SONG Z H, KE Y L, et al. Cello-oligosaccharide influences intestinal microflora, mucosal architecture and nutrient transport in weaned pigs[J]. Animal Feed Science and Technology, 2014, 195: 85-91. DOI:10.1016/j.anifeedsci.2014.05.014 |
[2] |
LIU X T, HOU C L, ZHANG J, et al. Fermentation conditions influence the fatty acid composition of the membranes of Lactobacillus reuteri I5007 and its survival following freeze-drying[J]. Letters in Applied Microbiology, 2014, 59(4): 398-403. DOI:10.1111/lam.2014.59.issue-4 |
[3] |
DEEPIKA G, CHARALAMPOPOULOS D. Surface and adhesion properties of Lactobacilli[J]. Advances in Applied Microbiology, 2010, 70: 127-152. DOI:10.1016/S0065-2164(10)70004-6 |
[4] |
DOWARAH R, VERMA A K, AGARWAL N, et al. Effect of swine based probiotic on performance, diarrhoea scores, intestinal microbiota and gut health of grower-finisher crossbred pigs[J]. Livestock Science, 2017, 195: 74-79. DOI:10.1016/j.livsci.2016.11.006 |
[5] |
CHIANG M L, CHEN H C, CHEN K N, et al. Optimizing production of two potential probiotic Lactobacilli strains isolated from piglet feces as feed Additives for weaned piglets[J]. Asian-Australasian Journal of Animal Science, 2015, 28(8): 1163-1170. DOI:10.5713/ajas.14.0780 |
[6] |
ZHANG D Y, JI H F, LIU H, et al. Changes in the diversity and composition of gut microbiota of weaned piglets after oral administration of Lactobacillus or an antibiotic[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2016, 100(23): 10081-10093. DOI:10.1007/s00253-016-7845-5 |
[7] |
SUN Z L, HUANG L H, KONG J, et al. In vitro evaluation of Lactobacillus crispatus K313 and K243:high-adhesion activity and anti-inflammatory effect on Salmonella braenderup infected intestinal epithelial cell[J]. Veterinary Microbiology, 2012, 159(1/2): 212-220. |
[8] |
ABRAMOV V, KHLEBNIKOV V, KOSAREV I, et al. Probiotic properties of Lactobacillus crispatus 2, 029:homeostatic interaction with cervicovaginal epithelial cells and antagonistic activity to genitourinary pathogens[J]. Probiotics and Antimicrobial Proteins, 2014, 6(3/4): 165-176. |
[9] |
QIAO J Y, LI H H, WANG Z X, et al. Effects of Lactobacillus acidophilus dietary supplementation on the performance, intestinal barrier function, rectal microflora and serum immune function in weaned piglets challenged with Escherichia coli lipopolysaccharide[J]. Antonie van Leeuwenhoek, 2015, 107(4): 883-891. DOI:10.1007/s10482-015-0380-z |
[10] |
YEUNG C Y, CHIANG C J S, CHAN W T, et al. In vitro prevention of Salmonella lipopolysaccharide-induced damages in epithelial barrier function by various Lactobacillus strains[J]. Gastroenterology Research and Practice, 2013, 2013: 973209. DOI:10.1155/2013/973209 |
[11] |
肖驰, 罗建模, 周淑兰, 等. 日粮中添加乳酸菌制剂对生长猪的效果试验[J]. 养猪, 1997(4): 2-3. |
[12] |
侯改凤.德氏乳杆菌对育肥猪生长性能、猪肉品质及脂肪沉积影响研究[D].硕士学位论文.长沙: 湖南农业大学, 2015. http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10537-1016153457.htm
|
[13] |
CANIBE N, JENSEN B B. Fermented and nonfermented liquid feed to growing pigs:effects on aspects of gastrointestinal ecology and growth performance[J]. Journal of Animal Science, 2003, 81(8): 2019-2031. DOI:10.2527/2003.8182019x |
[14] |
LYBERG K, LUNDH T, PEDERSEN C. Influence of soaking, fermentation and phytase supplementation on nutrient digestibility in pigs offered a grower diet based on wheat and barley[J]. Journal of Animal Science, 2006, 82(6): 853-858. DOI:10.1017/ASC2006109 |
[15] |
COLLINGTON G K, PARKER D S, ARMSTRONG D G. The influence of inclusion of either an antibiotic or a probiotic in the diet on the development of digestive enzyme activity in the pig[J]. British Journal of Nutrition, 1990, 64(1): 59-70. DOI:10.1079/BJN19900009 |
[16] |
LU X M, LU P Z, ZHANG H. Bacterial communities in manures of piglets and adult pigs bred with different feeds revealed by 16S rDNA 454 pyrosequencing[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2014, 98(6): 2657-2665. DOI:10.1007/s00253-013-5211-4 |
[17] |
王四新, 季海峰, 石国华, 等. 干酪乳杆菌对北京黑猪保育阶段生长性能及肠道菌群的影响[J]. 动物营养学报, 2018, 30(1): 326-335. DOI:10.3969/j.issn.1006-267x.2018.01.039 |
[18] |
HILDEBRAND F, NGUYEN T, BRINKMAN B, et al. Inflammation-associated enterotypes, host genotype, cage and inter-individual effects drive gut microbiota variation in common laboratory mice[J]. Genome Biology, 2013, 14: R4. DOI:10.1186/gb-2013-14-1-r4 |
[19] |
ZHAO W J, WANF Y P, LIU S Y, et al. The dynamic distribution of porcine microbiota across different ages and gastrointestinal tract segments[J]. PLoS One, 2015, 10(2): e0117441. DOI:10.1371/journal.pone.0117441 |
[20] |
ARUMUGAM M, RAES J, PELLETIER E, et al. Enterotypes of the human gut microbiome[J]. Nature, 2011, 473(7346): 174-180. DOI:10.1038/nature09944 |
[21] |
LEY R E, TURNBAUGH P J, KLEIN S, et al. Microbial ecology:human gut microbes associated with obesity[J]. Nature, 2006, 444(7122): 1022-1023. DOI:10.1038/4441022a |
[22] |
PAJARILLO E A, CHAE J P, BALOLONG M P, et al. Pyrosequencing-based analysis of fecal microbial communities in three purebred pig lines[J]. Journal of Microbiology, 2014, 52(8): 646-651. DOI:10.1007/s12275-014-4270-2 |
[23] |
ISAACSON R, KIM H B. The intestinal microbiome of the pig[J]. Animal Health Research Reviews, 2012, 13(1): 100-109. DOI:10.1017/S1466252312000084 |
[24] |
KASUBUCHI M, HASEGAWA S, HIRAMATSU T, et al. Dietary gut microbial metabolites, short-chain fatty acids, and host metabolic regulation[J]. Nutrients, 2015, 7(4): 2839-2849. DOI:10.3390/nu7042839 |
[25] |
KOH A, DE VADDER F, KOVATCHEVA-DATCHARY P, et al. From dietary fiber to host physiology:short-chain fatty acids as key bacterial metabolites[J]. Cell, 2016, 165(6): 1332-1345. DOI:10.1016/j.cell.2016.05.041 |
[26] |
DUNCAN S H, HOLTROP G, LOBLEY G E, et al. Contribution of acetate to butyrate formation by human faecal bacteria[J]. British Journal of Nutrition, 2004, 91(6): 915-923. DOI:10.1079/BJN20041150 |
[27] |
ZHANG Y J, LIU Q, ZHANG W M, et al. Gastrointestinal microbial diversity and short-chain fatty acid production in pigs fed different fibrous diets with or without cell wall-degrading enzyme supplementation[J]. Livestock Science, 2017, 207: 105-116. |
[28] |
MEEHAN C J, BEIKO R G. A phylogenomic view of ecological specialization in the Lachnospiraceae, a family of digestive tract associated bacteria[J]. Genome Biology and Evolution, 2014, 6(3): 703-713. DOI:10.1093/gbe/evu050 |
[29] |
LOUIS P, HOLD G L, FLINT H J. The gut microbiota, bacterial metabolites and colorectal cancer[J]. Nature Reviews Microbiology, 2014, 12(10): 661-672. DOI:10.1038/nrmicro3344 |
[30] |
FLINT H J, BAYER E A, RINCON M T, et al. Polysaccharide utilization by gut bacteria:potential for new insights from genomic analysis[J]. Nature Reviews Microbiology, 2008, 6(2): 121-131. DOI:10.1038/nrmicro1817 |
[31] |
PARK J Y, LEE S H, KIM K R, et al. Production of 13S-hydroxy-9(Z)-octadecenoic acid from linoleic acid by whole recombinant cells expressing linoleate 13-hydratase from Lactobacillus acidophilus[J]. Journal of Biotechnology, 2015, 208: 1-10. DOI:10.1016/j.jbiotec.2015.05.006 |
[32] |
ORTEGA-ANAY J, HERNÁNDEZ-SANTOYO A. Production of bioactive conjugated linoleic acid by the multifunctional enolase from Lactobacillus plantarum[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 91: 524-535. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2016.05.105 |
[33] |
ZHANG D Y, SHANG T T, HUANG Y, et al. Gene expression profile changes in the jejunum of weaned piglets after oral administration of Lactobacillus or an antibiotic[J]. Scientific Reports, 2017, 7: 15816. DOI:10.1038/s41598-017-16158-y |
[34] |
ŚWIATKIEWICZ M, OCZKOWICZ M, ROPKA-MOLIK K, et al. The effect of dietary fatty acid composition on adipose tissue quality and expression of genes related to lipid metabolism in porcine livers[J]. Animal Feed Science and Technology, 2016, 216: 204-215. DOI:10.1016/j.anifeedsci.2016.03.020 |