动物营养学报    2019, Vol. 31 Issue (9): 4110-4117    PDF    
投饲率对花羔红点鲑幼鱼生长性能、抗氧化能力、免疫应答及耐缺氧胁迫能力的影响
刘伟1 , 莫楠2 , 李冰2 , 张木子2 , 王日昕2 , 何晓燕1 , 乔淑芬1 , 黎明2     
1. 通化师范学院生命科学学院, 通化 134099;
2. 宁波大学海洋学院, 宁波 315211
摘要: 为了确定花羔红点鲑的最佳投饲率,将360尾平均体质量为(9.42±0.27)g的花羔红点鲑幼鱼随机分为4组(每组3个养殖网箱,每个养殖网箱放养30尾),每日分别按照体质量的2.0%、4.0%、6.0%、8.0%投喂试验饲料,开展为期8周的摄食生长试验。结果表明:投饲率从2.0% BW/d增加到6.0% BW/d,试验鱼的增重和饲料效率显著增加(P < 0.05),但投饲率进一步增加后则显著降低(P < 0.05);鱼体粗脂肪含量随着投饲率的增加而升高,除投饲率为4.0% BW/d和6.0% BW/d的2组间差异不显著(P>0.05)外,其他组间差异显著(P < 0.05);当投饲率从2.0% BW/d增加到6.0% BW/d,血清天冬氨酸转氨酶活性显著降低(P < 0.05),而血清丙氨酸转氨酶活性显著升高(P < 0.05);投饲率达4.0% BW/d时,血清超氧化物歧化酶和过氧化氢酶活性达到最高,投饲率超过4.0% BW/d后有不同程度下降;血清丙二醛含量在投饲率为6.0% BW/d时最低,显著低于其他组(P < 0.05);缺氧胁迫60 min后,8.0% BW/d投饲率组试验鱼累积死亡率显著高于其他组(P < 0.05)。综上可知,过低或过高的投饲率均会降低花羔红点鲑幼鱼的生长性能、血液健康、抗氧化能力及耐缺氧胁迫能力;基于特定生长率二次曲线拟合,获得花羔红点鲑幼鱼的最适日投饲率为体质量的5.49%。
关键词: 投饲率    生长    抗氧化酶    免疫应答    缺氧    花羔红点鲑    
Effects of Feeding Rate on Growth Performance, Antioxidant Ability, Immune Response and Hypoxia Stress Tolerance of Juvenile Salvelinus malma
LIU Wei1 , MO Nan2 , LI Bing2 , ZHANG Muzi2 , WANG Rixin2 , HE Xiaoyan1 , QIAO Shufen1 , LI Ming2     
1. College of Life Sciences, Tonghua Normal University, Tonghua 134099, China;
2. School of Marine Sciences, Ningbo University, Ningbo 315211, China
Abstract: This experiment aimed to investigate the optimal feeding rate for juvenile Salvelinus malma (S. malma). A total of 360 juvenile S. malma with the average body weight of (9.42±0.27) g were randomly divided into 4 groups with 3 culture nets per group and 30 fish per culture net. Fish in the 4 groups were fed an experiment diet at 4 feeding rates including 2.0%, 4.0%, 6.0% and 8.0% of body weight (BW) per day for 8 weeks. The results showed that the weight gain and feed efficiency were significantly increased as feeding rate increased from 2.0%BW/d to 6.0%BW/d (P < 0.05), but significantly decreased with further increasing feeding rate (P < 0.05). Whole body crude lipid content was increased as feeding rate increasing, there was no significant difference between 4.0%BW/d and 6.0%BW/d groups (P>0.05), while there was significant difference among other groups (P < 0.05). Serum aspartate transaminase activity was significantly decreased (P < 0.05), but serum alanine transaminase activity was significantly increased as feeding rate increased from 2.0%BW/d to 8.0%BW/d (P < 0.05). Serum superoxide dismutase and catalase activities had the highest values when feeding rate was 4.0%BW/d, and then decreased to different extents when feeding rate exceeded 4.0%BW/d. The lowest serum malondialdehyde content was found in 6.0%BW/d group, which was significantly lower than that of other groups (P < 0.05). After 60 min post-challenge on hypoxia, the cumulative mortality of fish in 8.0%BW/d was significantly higher than that of other groups (P < 0.05). This study indicates that both low and high feeding rates can attenuate the growth performance, blood health, antioxidant ability and hypoxia stress tolerance of juvenile S. malma. Based on the specific growth rate, the optimal feeding rate for juvenile S. malma is estimated to be 5.49%BW/d by quadratic curve fitting.
Key words: feeding rate    growth    antioxidant enzyme    immune response    hypoxia    Salvelinus malma    

影响鱼类生长的因素有很多,如基因型和生理状况[1]、饲料种类和大小、投饲率、摄食量和营养吸收效率等[2]。其中,投饲率是影响鱼类生长性能和饲料转化率的重要因素之一[3-4]。适宜的投饲率能够显著提高鱼类的生长性能和存活率,以及抵御不良环境的应激能力及免疫力[5],过低的投饲率会导致鱼类生长缓慢及抗病力下降,但过高的投饲率会导致饲料转化率降低、胃肠消化功能过载[6]、体脂积累[7]、环境污染[8]及生产成本升高[5]。因此,作为影响鱼类生长和健康的重要因素[4],弄清特定鱼类的最适投饲率显得尤为重要[9]

花羔红点鲑(Salvelinus malma)原产于北美洲西北部和东北亚,是我国东北地区主要经济养殖鱼类。长期以来,由于饲喂管理不当造成的生长迟缓和水体污染已经严重制约了花羔红点鲑的产业化进程[10]。此外,在花羔红点鲑特殊的山区养殖环境中,流动水体加速了饵料的溶失,由于缺乏科学的投喂方法,饵料残渣及排泄物大量沉积,在夏季高温时会造成大面积缺氧胁迫的发生[10]。因此,探寻花羔红点鲑适宜的饲料投饲率显得十分迫切和必要。本试验通过探究投饲率对花羔红点鲑幼鱼生长性能、抗氧化能力、免疫应答及耐缺氧胁迫能力的影响,试图确定其最适饲喂量,为花羔红点鲑营养学研究及养殖生产提供理论基础。

1 材料与方法 1.1 试验设计

花羔红点鲑幼鱼购自吉林省白山市大湖渔场,摄食生长试验在该渔场内进行。挑选360尾健康活泼、大小均匀的花羔红点鲑幼鱼[平均体质量为(9.42±0.27) g],随机分配到12个养殖网箱(2.0 m×2.0 m×1.0 m;n=30)中,网箱随机固定于户外流水跑道(200.0 m×5.0 m×2.0 m)中,流水养殖。将这12个养殖网箱随机为4组(每组分配3个养殖网箱),每日分别按照体质量的2.0%、4.0%、6.0%、8.0%投喂饲料,每日投喂2次(06:30—07:00、16:30—17:00),试验饲料组成及营养水平见表 1。养殖过程中,每隔21 d对试验鱼进行称重,及时调整投饲率,摄食生长试验持续8周,水温10.0~15.0 ℃,溶氧浓度(7.12±0.33) mg/L,pH 6.4~6.6,亚硝酸盐浓度 < 0.5 mg/L,保持自然光照。

表 1 试验饲料组成及营养水平(干物质基础) Table 1 Composition and nutrient levels of the experimental diet (DM basis)
1.2 样品采集

摄食生长试验结束后,禁食24 h,冰浴麻醉后分别称取试验鱼的体质量并记录存活数;每个网箱随机取3尾试验鱼于-20 ℃保存用于体成分分析;每个网箱另随机取3尾试验鱼,尾静脉抽血,4 ℃静置过夜,3 000 r/min离心10 min分离血清,-80 ℃保存用于血清生化指标、抗氧化指标及免疫应答指标测定;将抽血后的试验鱼解剖获取肝胰脏和内脏并称重,用于计算脏体比(hepatosomatic index)和肝体比(viscerosomatic index)。

1.3 指标测定 1.3.1 体成分

饲料及鱼体营养成分分析采用AOAC(2000)[11]的标准方法进行。样品于烘箱中105 ℃至恒重,测定水分含量;碳化后的样品置于马弗炉中550 ℃至恒重,测定粗灰分含量;采用FP-528全自动蛋白质分析仪(Leco公司,美国)测定样品的粗蛋白质含量;采用2055全自动索氏抽提仪(Foss公司,瑞典)测定样品的粗脂肪含量。所有指标的测定均设置3个重复,下文同。

1.3.2 血清成分

血清总蛋白、白蛋白、球蛋白、葡萄糖、胆固醇、甘油三酯、高密度脂蛋白、低密度脂蛋白含量及天冬氨酸转氨酶、丙氨酸转氨酶、碱性磷酸酶活性采用商业试剂盒(浙江伊利康生物技术有限公司生产)在AU5800全自动生化分析仪(Beckman Coulter,美国)上测定。

1.3.3 血清抗氧化指标

血清总抗氧化能力的测定参考Sun等[12]报道的方法,以每分钟每毫克蛋白质使反应体系吸光度增加0.01定义为1个总抗氧化能力单位;超氧化物歧化酶活性的测定参考Beauchamp等[13]报道的方法,以每毫克蛋白质每分钟抑制氯化硝基四氮唑蓝(NBT)自氧化速率达50%时的酶消耗量定义为1个酶活性单位;过氧化氢酶活性测定参考Aebi[14]报道的方法,以每毫克蛋白质每分钟使反应体系吸光度减少0.1的酶消耗量定义为1个酶活性单位;丙二醛含量通过硫代巴比妥酸反应测定,参考Buege等[15]报道的方法。上述测定指标均采用商业试剂盒(南京建成生物工程研究所生产)测定,操作步骤严格按照说明书进行。

1.3.4 血清免疫应答指标

血清溶菌酶活性依据比浊法[16],采用商业试剂盒(南京建成生物工程研究所生产)进行测定;血清补体和总免疫球蛋白含量的测定参考Wu等[17]报道的方法,采用商业试剂盒(浙江伊利康生物技术有限公司生产)测定,操作步骤严格按照说明书进行。

1.4 缺氧胁迫试验

摄食生长试验结束后,每个网箱随机取10尾试验鱼,暴露于液体石蜡密封的100 L塑料桶低氧环境[溶氧浓度为(1.50±0.11) mg/L]中,通过向水体中持续充入100%氮气维持水中低氧环境,采用YSI ProPlus多参数水质测定仪(YSI公司,美国)实时监测,于缺氧胁迫开始后0、15、30、45、60 min记录死亡情况,计算累积死亡率。

1.5 计算公式
1.6 统计分析

试验数据采用SPSS 18.0软件的单因素方差分析(one-way ANOVA)进行统计学处理。结果以平均值±标准误(mean±SE)表示,如果组间差异显著(P < 0.05),则进行Tukey’s多重比较。饲料最适投饲率的确定采用二次曲线模型进行拟合。

2 结果 2.1 生长性能

表 2可知,4组试验鱼的存活率均高于83.00%,各组之间无显著差异(P>0.05);终末体质量、增重、特定生长率和饲料效率随着投饲率的增加先显著升高(P < 0.05),但投饲率超过6.0%BW/d后则显著降低(P < 0.05);对基于特定生长率的二次曲线进行拟合[y=-0.035 2x2+0.386 6x+1.245 8;y为特定生长率,x为投饲率(图 1)],获得花羔红点鲑的最适日投饲率为体质量的5.49%;脏体比和肝体比在各组之间无显著差异(P>0.05)。

表 2 投饲率对花羔红点鲑幼鱼生长性能的影响 Table 2 Effects of feeding rate on growth performance of juvenile Salvelinus malma
图 1 基于特定生长率的最适投饲率 Fig. 1 Optimal feeding rate based on specific growth ratio
2.2 体成分

表 3可知,鱼体粗脂肪含量随着投饲率的增加而升高,除投饲率为4.0%BW/d和6.0%BW/d的2组间差异不显著(P>0.05)外,其他组间差异显著(P < 0.05),但鱼体水分、粗蛋白质及粗灰分含量在各组之间无显著差异(P>0.05)。

表 3 投饲率对花羔红点鲑幼鱼体成分的影响 Table 3 Effects of feeding rate on body composition of juvenile Salvelinus malma
2.3 血清成分

表 4可知,血清天冬氨酸转氨酶活性随着投饲率的增加先显著降低(P < 0.05),但投饲率超过6%BW/d后则显著升高(P < 0.05),而丙氨酸转氨酶活性则在投饲率超过4%BW/d后显著升高(P < 0.05);血清总蛋白、白蛋白、球蛋白、葡萄糖、总胆固醇、甘油三酯、高密度脂蛋白和低密度脂蛋白含量及碱性磷酸酶活性在各组之间无显著差异(P>0.05)。

表 4 投饲率对花羔红点鲑幼鱼血清成分的影响 Table 4 Effects of feeding rate on serum constituents of juvenile Salvelinus malma
2.4 血清抗氧化指标

表 5可知,投饲率对血清总抗氧化能力未产生显著影响(P>0.05);血清超氧化物歧化酶和过氧化氢酶活性随着投饲率的增加先显著升高(P < 0.05),但投饲率超过4.0%BW/d后有不同程度下降,其中投饲率达到8.0%BW/d时过氧化氢酶活性表现为显著降低(P < 0.05);6.0%BW/d投饲率组血清丙二醛含量显著低于其他组(P < 0.05)。

表 5 投饲率对花羔红点鲑幼鱼血清抗氧化指标的影响 Table 5 Effects of feeding rate on serum antioxidant indices of juvenile Salvelinus malma
2.5 血清免疫应答指标

表 6可知,投饲率并未显著影响血清溶菌酶活性及补体、总免疫球蛋白含量(P>0.05)。

表 6 投饲率对花羔红点鲑幼鱼血清免疫应答指标的影响 Table 6 Effects of feeding rate on immune response indices of juvenile Salvelinus malma
2.6 缺氧胁迫下的累积死亡率

图 2可知,缺氧胁迫30 min后,4.0%BW/d投饲率组试验鱼首先出现死亡;缺氧胁迫45 min后,以8.0%BW/d投饲率组试验鱼累积死亡率最高,与4.0%BW/d投饲率组差异不显著(P>0.05),但显著高于2.0%BW/d和6.0%BW/d投饲率组(P < 0.05);缺氧胁迫60 min后,8.0%BW/d投饲率组试验鱼累积死亡率最高,显著高于其他组(P < 0.05),而其他组间则无显著差异(P>0.05)。

数据点标注不同小写字母表示差异显著(P < 0.05),无字母或相同字母表示差异不显著(P>0.05)。 Data points with different small letter superscripts mean significant difference (P < 0.05), while with no or the same letter superscripts mean no significant difference (P>0.05). 图 2 缺氧胁迫下花羔红点鲑的累积死亡率 Fig. 2 Cumulative mortality of juvenile Salvelinus malma after hypoxia stress
3 讨论

本研究发现,2.0%BW/d投饲率组试验鱼增重和特定生长率显著低于其他组,这是由于较低的食物摄入量导致的。在一定范围内,随着投饲率的增加,试验鱼的体质量得到显著提高,结果提示,较低的投饲率无法满足鱼类正常生长及生理活动对能量的需求,从而对生长发育造成负面影响[18],同时,较低的投饲率所引发的食物竞争还会增加能量的损耗[19]。另外,Harpaz等[6]报道,过量投喂也会导致动物生长性能和饲料转化率下降。本研究发现,8.0%BW/d投饲率组试验鱼的增重显著低于4.0%BW/d和6.0%BW/d投饲率组,这与前人的研究结果一致。Johnson等[20]在对美国红鱼(Sciaenops ocellatus)的研究中发现,试验鱼的生长随着投饲率的增加而升高,但投饲率达到一定阈值时,其增重出现停滞。本研究还发现,随着投饲率的增加,试验鱼的饲料效率的变化趋势与增重相同,结果提示,过高的投饲率会导致较低的饲料利用率。Van Ham等[21]发现,过高的投饲率会加重大菱鲆(Scophthalmus maximus)肠道负荷,影响食物的消化和吸收,导致饲料利用率降低。事实上,试验鱼种类和大小、试验条件和养殖管理等因素的差异,可能会获得不同的试验结果。Deng等[22]发现,鲟(Acipenser transmontanus)幼鱼最适日投饲率为体质量的6.1%;De Riu等[23]发现,初始体质量4.5 g的鲟最适日投饲率为体质量的4.8%;Luo等[24]认为,杂交鲟(A. schrenckii♀×A. baeri)日投饲率为体质量的3.7%时,能够获得最优的生长性能和最低的成本投入;Xu等[25]基于特定生长率的折线模型拟合,获得团头鲂(Megalobrama amblycephala)最适日投饲率为体质量的4.57%。在本研究中,基于特定生长率的二次曲线拟合,获得花羔红点鲑幼鱼最适日投饲率为体质量的5.49%。

先前的研究发现,投饲率会影响鱼类诸如鲟[26]、鲤(Cyprinus carpio)[27]、白鲑(Coregonus laiaretus)[28]、大西洋鲑(Salmo salar)[19]、金头鲷(Sparus aurata)[29]脂质代谢相关酶的活性及相关基因mRNA的表达量。Xu等[25]报道,团头鲂鱼体粗脂肪含量随着投饲率的增加(从2.0%BW/d增加到5.0%BW/d)显著升高,这与本研究结果是一致的。Johansen等[19]指出,低饲料投饲率诱发的食物竞争会降低体脂含量,但高饲料投饲率会导致体脂的积累[28]

通常情况下,血清生化指标可以较好的反映鱼类的健康状况[30]。其中,天冬氨酸转氨酶和丙氨酸转氨酶在蛋白质和氨基酸代谢中发挥重要作用,当肝脏损伤或器官功能障碍发生时,其在血液中的活性会发生明显的变化,因此,它们通常被用来作为肝脏损伤的指示物[31]。本研究发现,血清天冬氨酸转氨酶活性随着投饲率的增加先降低后升高,而丙氨酸转氨酶活性则持续升高,结果提示,不适宜的投饲率可能导致肝脏损伤。

正常情况下,鱼类依赖于自身的抗氧化酶(如超氧化物歧化酶)体系清除机体产生的氧自由基[32]。然而,过度的生理应激会使得鱼类产生大量氧自由基,诱发脂质过氧化,而抗氧化酶活性往往会受到不同程度的影响[33]。本研究发现,随着投饲率从2.0%BW/d提高到6.0%BW/d,血清超氧化物歧化酶和过氧化氢酶的活性呈逐渐升高趋势,但当投饲率超过6.0%BW/d时,上述2种抗氧化酶活性受到明显的抑制,而血清丙二醛含量却呈显著升高趋势。丙二醛是脂质过氧化的产物,它能够与蛋白质、核酸和氨基酸磷脂的亲核基团发生交联聚合,导致细胞毒性和抗氧化酶活性的抑制[15]

已有研究发现,过高的投饲率会诱发机体氧化损伤、免疫抑制和抗逆性下降[25, 29, 34]。本研究发现,血清溶菌酶活性以及补体和总免疫球蛋白含量并未受到投饲率的显著影响,但不同的投饲率却显著影响了试验鱼的耐缺氧胁迫能力,8.0%BW/d投饲率组试验鱼在60 min缺氧胁迫结束后,累积死亡率显著高于其他组。

4 结论

综上可知,过低或过高的投饲率均会影响花羔红点鲑幼鱼的生长性能、血液健康、抗氧化能力及耐缺氧胁迫能力;基于特定生长率的二次曲线拟合,获得花羔红点鲑幼鱼的日投饲率为体质量的5.49%。

参考文献
[1]
HAKIM Y, UNI Z, HULATA G, et al. Relationship between intestinal brush border enzymatic activity and growth rate in tilapias fed diets containing 30% or 48% protein[J]. Aquaculture, 2006, 257(3/4): 420-428.
[2]
XIE F J, AI Q H, MAI K S, et al. The optimal feeding frequency of large yellow croaker (Pseudosciaena crocea, Richardson) larvae[J]. Aquaculture, 2011, 311(1/2/3/4): 162-167.
[3]
DU Z Y, LIU Y J, TIAN L X, et al. The influence of feeding rate on growth, feed efficiency and body composition of juvenile grass carp (Ctenopharyngodon idella)[J]. Aquaculture International, 2006, 14(3): 247-257. DOI:10.1007/s10499-005-9029-7
[4]
BRETT J R, GROVES T D D.Physiological energetics//HOAR W S, RANDALL D J, BRETT J R.Fish physiology, bioenergetics and growth.New York: Academic Press, 1979: 279-352.
[5]
OKORIE O E, BAE J Y, KIM K W, et al. Optimum feeding rates in juvenile olive flounder, Paralichthys olivaceus, at the optimum rearing temperature[J]. Aquaculture Nutrition, 2013, 19(3): 267-277. DOI:10.1111/j.1365-2095.2012.00956.x
[6]
HARPAZ S, HAKIM Y, BARKI A, et al. Effects of different feeding levels during day and/or night on growth and brush-border enzyme activity in juvenile Lates calcarifer reared in freshwater re-circulating tanks[J]. Aquaculture, 2005, 248(1/2/3/4): 325-335.
[7]
WANG N, HAYWARD R S, NOLTIE D B. Effect of feeding frequency on food consumption, growth, size variation, and feeding pattern of age-0 hybrid sunfish[J]. Aquaculture, 1998, 165(3/4): 261-267.
[8]
SALAS-LEITON E, ANGUIS V, MARTÍN-ANTONIO B, et al. Effects of stocking density and feed ration on growth and gene expression in the Senegalese sole (Solea senegalensis):potential effects on the immune response[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2010, 28(2): 296-302.
[9]
LEE S, HALLER L Y, FANGUE N A, et al. Effects of feeding rate on growth performance and nutrient partitioning of young-of-the-year white sturgeon (Acipenser transmontanus)[J]. Aquaculture Nutrition, 2016, 22(2): 400-409. DOI:10.1111/anu.12255
[10]
GUO Z X, CUI J Y, LI M, et al. Effect of feeding frequency on growth performance, antioxidant status, immune response and resistance to hypoxia stress challenge on juvenile dolly varden char Salvelinus malma[J]. Aquaculture, 2018, 486: 197-201. DOI:10.1016/j.aquaculture.2017.12.031
[11]
AO AC. Official methods of analysis of AOAC International[M]. Arlington, VA: Association of Official Analytical Chemists, 2000.
[12]
SUN D Q, LI A W, LI J, et al. Changes of lipid peroxidation in carbon disulfide-treated rat nerve tissues and serum[J]. Chemico-Biological Interactions, 2009, 179(2/3): 110-117.
[13]
BEAUCHAMP C, FRIDOVICH I. Superoxide dismutase:improved assays and an assay applicable to acrylamide gels[J]. Analytical Biochemistry, 1971, 44(1): 276-287. DOI:10.1016/0003-2697(71)90370-8
[14]
AEBI H. Catalase in vitro[J]. Methods in Enzymology, 1984, 105: 121-126. DOI:10.1016/S0076-6879(84)05016-3
[15]
BUEGE J A, AUST S D. Microsomal lipid peroxidation[J]. Methods in Enzymology, 1978, 52: 302-310. DOI:10.1016/S0076-6879(78)52032-6
[16]
HULTMARK D, STEINER H, RASMUSON T, et al. Insect immunity.Purification and properties of three inducible bactericidal proteins from hemolymph of immunized pupae of Hyalophora cecropia[J]. European Journal of Biochemistry, 1980, 106(1): 7-16.
[17]
WU J, SHANG H.Clinical immunology and inspection///YE Y, WANG Y, SHEN Z.National guide to clinical laboratory procedures.Nanjing: Southeast University Press, 2006: 595-606.
[18]
DESAI A S, SINGH R K. The effects of water temperature and ration size on growth and body composition of fry of common carp, Cyprinus carpio[J]. Journal of Thermal Biology, 2009, 34(6): 276-280. DOI:10.1016/j.jtherbio.2009.03.005
[19]
JOHANSEN S J S, JOBLING M. The influence of feeding regime on growth and slaughter traits of cage-reared Atlantic salmon[J]. Aquaculture International, 1998, 6(1): 1-17. DOI:10.1023/A:1009250118318
[20]
JOHNSON M W, ROOKER J R, GATLIN Ⅲ D M, et al. Effects of variable ration levels on direct and indirect measures of growth in juvenile red drum (Sciaenops ocellatus)[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2002, 274(2): 141-157. DOI:10.1016/S0022-0981(02)00203-4
[21]
VAN HAM E H, BERNTSSEN M H G, IMSLAND A K, et al. The influence of temperature and ration on growth, feed conversion, body composition and nutrient retention of juvenile turbot (Scophthalmus maximus)[J]. Aquaculture, 2003, 217(1/2/3/4): 547-558.
[22]
DENG D F, KOSHIO S, YOKOYAMA S, et al. Effects of feeding rate on growth performance of white sturgeon (Acipenser transmontanus) larvae[J]. Aquaculture, 2003, 217(1/2/3/4): 589-598.
[23]
DE RIU N, ZHENG K K, LEE J W, et al. Effects of feeding rates on growth performances of white sturgeon (Acipenser transmontanus) fries[J]. Aquaculture Nutrition, 2012, 18(3): 290-296. DOI:10.1111/j.1365-2095.2011.00895.x
[24]
LUO L, LI T L, XING W, et al. Effects of feeding rates and feeding frequency on the growth performances of juvenile hybrid sturgeon, Acipenser schrenckii Brandt♀×A. baeri Brandt[J]. Aquaculture, 20145, 448: 229-233.
[25]
XU C, LI X F, TIAN H Y, et al. Feeding rates affect growth, intestinal digestive and absorptive capabilities and endocrine functions of juvenile blunt snout bream Megalobrama amblycephala[J]. Fish Physiology and Biochemistry, 2016, 42(2): 689-700. DOI:10.1007/s10695-015-0169-z
[26]
HUNG S S O, LUTES P B, SHQUEIR A A, et al. Effect of feeding rate and water temperature on growth of juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus)[J]. Aquaculture, 1993, 115(3/4): 297-303.
[27]
SHIMENO S, SHIKATA T, HOSOKAWA H, et al. Metabolic response to feeding rates in common carp, Cyprinus carpio[J]. Aquaculture, 1997, 151(1/2/3/4): 371-377.
[28]
KOSKELA J, JOBLING M, AVOLAINEN R. Influence of dietary fat level on feed intake, growth and fat deposition in the whitefish Coregonus lavaretus[J]. Aquaculture International, 1998, 6(2): 95-102. DOI:10.1023/A:1009230006023
[29]
BENEDITO-PALOS L, CALDUCH-GINER J A, BALLESTER-LOZANO G F, et al. Effect of ration size on fillet fatty acid composition, phospholipid allostasis and mRNA expression patterns of lipid regulatory genes in gilthead sea bream (Sparus aurata)[J]. British Journal of Nutrition, 2013, 109(7): 1175-1187. DOI:10.1017/S000711451200311X
[30]
YANG Q, YANG R, LI M, et al. Effects of dietary fucoidan on the blood constituents, anti-oxidation and innate immunity of juvenile yellow catfish (Pelteobagrus fulvidraco)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2014, 41(2): 264-270.
[31]
ATLI G, ARIYUREK S Y, KANAK E G, et al. Alterations in the serum biomarkers belonging to different metabolic systems of fish (Oreochromis niloticus) after Cd and Pb exposures[J]. Environmental Toxicology and Pharmacology, 2015, 40(2): 508-515. DOI:10.1016/j.etap.2015.08.001
[32]
TAKAGI S, MURATA H, GOTO T, et al. Taurine is an essential nutrient for yellowtail Seriola quinqueradiata fed non-fish meal diets based on soy protein concentrate[J]. Aquaculture, 2008, 280(1/2/3/4): 198-205.
[33]
TRENZADO C E, MORALES A E, PALMA J M, et al. Blood antioxidant defenses and hematological adjustments in crowded/uncrowded rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) fed on diets with different levels of antioxidant vitamins and HUFA[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part C:Toxicology & Pharmacology, 2009, 149(3): 440-447.
[34]
BICKLER P E, BUCK L T. Hypoxia tolerance in reptiles, amphibians, and fishes:life with variable oxygen availability[J]. Annual Review of Physiology, 2007, 69: 145-170. DOI:10.1146/annurev.physiol.69.031905.162529