动物营养学报    2019, Vol. 31 Issue (10): 4659-4666    PDF    
白细胞介素1受体拮抗剂对二硝基氯苯诱导的奶牛乳腺上皮细胞氧化损伤的保护作用
郭咏梅 , 闫素梅 , 史彬林     
内蒙古农业大学动物科学学院, 内蒙古自治区高校动物营养与饲料科学重点实验室, 呼和浩特 010018
摘要: 本试验旨在探究白细胞介素-1受体拮抗剂(IL-1Ra)对二硝基氯苯(DNCB)诱导的奶牛乳腺上皮细胞(BMEC)氧化损伤的保护作用,并确定抑制白细胞介素-1(IL-1)活性的最佳IL-1Ra浓度。采用完全随机试验设计,将第3代BMEC随机分为12个组,每组6个重复。1组为对照组,利用不含DNCB及IL-1Ra的培养液培养6 h;2~6组是不同剂量的IL-1Ra处理组,分别利用含有1、5、10、20、50 μg/L的IL-1Ra培养液培养6 h;7组为DNCB损伤组,利用含有300 μmol/L的DNCB培养液培养6 h;8~12组是不同剂量的IL-1Ra保护组,分别利用含有1、5、10、20、50 μg/L的IL-1Ra与300 μmol/L DNCB培养液培养6 h。结果表明:与对照组相比,经300 μmol/L的DNCB作用6 h后,BMEC的相对增殖率(RGR)以及含硒蛋白[硫氧还蛋白还原酶(TrxR)、谷胱甘肽过氧化物酶(GPx)]、抗氧化酶[超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化氢酶(CAT)]活性与总抗氧化能力(T-AOC)均显著降低(P < 0.05);同时,诱导型一氧化氮合酶(iNOS)与活性氧(ROS)活性以及一氧化氮(NO)、IL-1、白细胞介素-6(IL-6)、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、丙二醛(MDA)含量则呈现相反的变化规律,均显著升高(P < 0.05)。300 μmol/L DNCB与不同浓度的IL-1Ra同时作用6 h后,BMEC的RGR及抗氧化酶活性随IL-1Ra浓度的增加均呈现升高趋势,其中5、10、20、50 μg/L IL-1Ra保护组的上述指标均显著高于DNCB损伤组(P < 0.05),并且RGR及CAT、GPx、TrxR活性均以IL-1Ra浓度为10 μg/L时最高;同时,IL-1、IL-6、TNF-α与NO含量及iNOS活性则随IL-1Ra浓度增加呈现先降低后升高的趋势,其中5、10、20、50 μg/L IL-1Ra保护组的上述指标均显著低于DNCB损伤组(P < 0.05),以IL-1Ra浓度为5、10、20 μg/L时效果较好。然而,正常的BMEC经过不同浓度的IL-1Ra处理后,上述指标(5 μg/L IL-1Ra处理组的TNF-α含量除外)均未发生显著变化(P>0.05)。综上所述,IL-1Ra竞争性与IL-1R结合,抑制了IL-1的活性,进而抑制了DNCB引起的BMEC氧化损伤及炎症反应,本试验条件下以10 μg/L为适宜浓度。
关键词: 白细胞介素-1受体拮抗剂    奶牛乳腺上皮细胞    炎症因子    氧化损伤    
Protective Effect of Interleukin-1 Receptor Antagonist on Oxidative Damage Induced by 2, 4-Dinitrochlorobenzene in Bovine Mammary Epithelial Cells
GUO Yongmei , YAN Sumei , SHI Binlin     
Inner Mongolia Key Laboratory of Animal Nutrition and Feed Science, College of Animal Science, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China
Abstract: This experiment was conducted to investigate the protective effect of interleukin-1 receptor antagonist (IL-1Ra) on oxidative damage induced by 2, 4-dinitrochlorobenzene (DNCB) in bovine mammary epithelial cells (BMEC), and determine to the suitable concentration of IL-1Ra inhibiting interleukin-1 (IL-1) activity. A completely randomized trial design was used in this experiment. The third-generation BMEC was randomly divided into 12 groups with 6 replicates per group. BMEC in group 1 (control group) was treated by culture solution with DNCB and IL-1Ra for 6 h; BMEC in groups 2 to 6 (IL-1Ra treatment groups) was treated by culture solution with 1, 5, 10, 20 and 50 μg/L IL-1Ra for 6 h, respectively; BMEC in group 7 (DNCB damage group) was treated by culture solution with 300 μmol/L DNCB for 6 h; BMEC in groups 8 to 12 (IL-1Ra protection groups) was treated by culture solution with 1, 5, 10, 20 and 50 μg/L IL-1Ra+300 μmol/L DNCB for 6 h, respectively. The results showed that compared with the control group, the relative growth rate (RGR) and the activities of selenoprotein[thioredoxin reductase (TrxR) and glutathione peroxidase (GPx)] plus antioxidase[superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT)] and total antioxidant capacity (T-AOC)] were significantly reduced after BMEC was exposed to 300 μmol/L DNCB for 6 h (P < 0.05). However, the activities of nitric oxide synthase (iNOS) and reactive oxygen species (ROS) as well as the contents of nitric oxide (NO), IL-1, interleukin-6 (IL-6), tumor necrosis factor-α (TNF-α) and malondialdehyde (MDA) showed opposite changes, they were significantly increased (P < 0.05). BMEC was simultaneously exposed by 300 μmol/L DNCB and different concentrations of IL-1Ra for 6 h, the RGR plus antioxidase activities of BMEC were enhanced with the increase of IL-1Ra concentration, and the above indexes in 5, 10, 20 and 50 μg/L IL-1Ra protection groups were significantly higher than those in DNCB damage group (P < 0.05), with the highest values of RGR as well as the activities of CAT, GPx and TrxR were found at 10 μg/L IL-Ra. Oppositely, IL-1, IL-6, TNF-α and NO contents and iNOS activity were rose up first and then went down with the increase of IL-1Ra concentration, and the above indexes in 5, 10, 20 and 50 μg/L IL-1Ra protection groups were significantly lower than those in DNCB damage group (P < 0.05), with better protective effects of IL-1Ra at 5, 10 and 20 μg/L. BMEC was alone exposed by different concentrations of IL-1Ra had no significant effects on the indexes mentioned above with an exception of TNF-α content in 5 μg/L IL-1Ra treatment group (P>0.05). In summary, IL-1Ra can competitively bind with IL-1R to inhabit the activity of IL-1, and then the oxidative damage and inflammatory response of DNCB were suppressed. Under this experimental condition, the suitable concentration of IL-1Ra inhibiting IL-1 activity is 10 μg/L.
Key words: interleukin-1 receptor antagonist    bovine mammary epithelial cells    inflammation parameter    oxidative damage    

体内大量自由基的蓄积导致奶牛乳腺发生氧化应激损伤和异常的炎症反应,从而增加了乳房炎的发生率。一氧化氮(nitric oxide, NO)是体内重要的活性氮(reactive nitrogen species, RNS)自由基,研究证实在很多细胞内左旋-精氨酸可由一氧化氮合酶(nitric oxide synthase, NOS)催化与氧分子经多步氧化还原反应不断产生少量的内源性NO分子[1]。然而,当NO产生过量时,可与超氧阴离子反应产生毒性自由基,引起炎症,进而诱导细胞凋亡及组织损伤。因此,如何有效控制奶牛乳腺上皮细胞(bovine mammary epithelial cells, BMEC)中NO的过度产生,对抑制RNS蓄积介导的奶牛乳腺组织氧化损伤具有重要的意义。

研究表明,诱导型一氧化氮合酶(inducible nitric oxide synthase, iNOS)在正常细胞中极少表达,但白细胞介素-1β(interleukin-1, IL-1β)等细胞因子能刺激iNOS的持续表达,使NO产生过量,并可协同各种细胞因子使机体产生氧化应激[2]。白细胞介素-1(IL-1)是一种主要由巨噬细胞产生的促炎性细胞因子,是体内调节免疫和炎症反应的中心介质。IL-1家族主要包括IL-1α、IL-1β和IL-1受体拮抗剂(IL-1 receptor antagonist, IL-1Ra)[3]。IL-1α或IL-1β发挥其生物学功能需要与IL-1受体(IL-1 receptor, IL-1R)结合进而激活相关的信号通路[4]。IL-1R家族中Il-1RⅠ和IL-1RⅡ是结合IL-1介导其活性的主要成分。当IL-1α或IL-1β与IL-1RⅠ结合后,能够募集另一个单链形式IL-1R形成一个结构复杂的IL-1R复合蛋白(IL-1R accessory protein, IL-1R AcP),信号传导在IL-1RⅠ与IL-1R AcP靠近细胞质附近的区域被激活[5],进而引发炎症介质的级联反应[6]。机体内的IL-1和IL-1Ra之间的平衡对机体的免疫状态和内环境稳定是十分重要的[7]。当IL-1表达水平较高,而IL-1Ra表达水平较低时,机体会产生病理状态。此时,若给予外源性IL-1Ra,有助于机体恢复IL-1/IL-1Ra的平衡[8]。Wahab等[9]关于大鼠脑室的研究发现,9 pmol的IL-1Ra作用24 h后阻断IL-1的信号通路,可提高败血症晚期大鼠的存活率。Pang等[10]研究发现,0.1 mg/kg的IL-1Ra可以显著减弱脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)诱导的成年大鼠慢性神经炎症及损伤。这些研究提示,IL-1Ra通过阻断IL-1信号通路对细胞氧化损伤发挥保护作用,但关于其作用剂量各研究结果不一,且其作用于BMEC的报道甚少。二硝基氯苯(2, 4-dinitrochlorobenzene, DNCB)是一种亲电子化合物,通过烷基化硒代半胱氨酸残基(SeCys)残基及其邻近的半胱氨酸(Cys)残基抑制硫氧还蛋白还原酶(thioredoxin reductase, TrxR)活性[11]。鉴于此,本试验以DNCB抑制TrxR活性诱导建立的BMEC氧化损伤应激模型[12]为基础,探究IL-1Ra对BMEC氧化损伤的保护作用以及抑制IL-1活性的最佳浓度,为深入探讨BMEC的氧化应激机制及抗氧化机理奠定基础。

1 材料与方法 1.1 试剂配制

依据试剂说明书,将IL-1Ra(R&D,货号:1545-RA-025)用含0.1%牛血清白蛋白(bovine serum albumin, BSA)的磷酸盐缓冲液(phosphate buffered saline solution, PBS)(HyClone,货号:SH3025601)配制成浓度为100 μg/mL的一级母液,再添加含0.1% BSA的PBS稀释成浓度为为1 μg/mL的二级母液,然后按照试验要求配制成0、10、50、100、200、500 μg/L的IL-1Ra贮备液。在试验开始前,用不同浓度的IL-1Ra贮备液配制成0、1、5、10、20、50 μg/L的IL-1Ra培养液,保证各浓度培养液中加入的IL-1Ra溶液体积相等,使培养液中除IL-1Ra浓度不同外,其他成分都相同。

将DNCB(Sigma,货号:237329)用二甲基亚砜(dimethyl sulfoxide,DMSO)(Amresco,货号:N182)配制成500 mmol/L的DNCB母液,再用DMSO稀释成300 mmol/L的DNCB贮备液。在DNCB贮备液中添加DMEM/F12基础培养液(Thermo,货号:12400-024)将DNCB贮备液进一步稀释成浓度为300 μmol/L的DNCB培养液[12]

将IL-1Ra与DNCB培养液分别经0.22 μm的滤器过滤,每次换液时现配并且避光保存。

1.2 BMEC的制备

BMEC的培养参照王新朋等[13]研究中所用的胶原酶消化法。奶牛乳腺组织取自于内蒙古呼和浩特市北亚清真冷库。采集健康荷斯坦奶牛的乳腺组织,剪去外层后,取内层组织块依次经含3×双抗的PBS清洗3遍、75%医用酒精(30 s)清洗1遍、含1×双抗的PBS清洗3遍后,剪去组织块的表面部分,于深层腺泡丰富处剪取1 mm3大小的小块装入离心管,充分剪碎后加入等体积的0.5%的Ⅱ型胶原酶,置于37 ℃培养箱中消化1 h,期间每隔20 min轻轻摇晃1次,使剪碎的组织块得到充分消化。接着用80目的细胞滤网过滤并收集于15 mL离心管中,400×g离心5 min后,移去上清。经PBS清洗并重新悬浮后再次离心(400×g,5 min)。加入培养液重新悬浮细胞后接种于25 cm2的培养瓶中,置于培养箱(37℃、5% CO2)中培养。

待原代BMEC贴壁长满至培养瓶瓶底80%~90%时,弃去培养液,PBS清洗后,经0.05%的胰蛋白酶作用,采用差速法纯化细胞,当大部分BMEC脱壁后,加入终止培养基终止消化,然后转入离心管中离心(400×g,5 min),弃上清后加入生长培养基,反复吹打细胞使其重悬后接种到新的培养瓶中,之后每2 d换1次液,连续培养。当传代培养的细胞长满培养瓶底的80%~90%时,重复以上操作,得到第3代BMEC。

1.3 试验设计

试验采用完全随机试验设计,将上述培养的第3代BMEC随机分为12个组,每组6个重复。1组为对照组(CON组),利用不含DNCB及IL-1Ra的培养液培养6 h;2~6组是不同剂量的IL-1Ra处理组,分别利用含有1、5、10、20、50 μg/L的IL-1Ra培养液处理6 h,依次命名为Ra1、Ra5、Ra10、Ra20、Ra50组;7组为DNCB损伤组(DNCB组),利用含有300 μmol/L的DNCB培养液处理6 h;8~12组是不同剂量的IL-1Ra保护组,分别利用含有1、5、10、20、50 μg/L的IL-1Ra与300 μmol/L DNCB培养液处理细胞6 h,依次命名为DRa1、DRa5、DRa10、DRa20、DRa50组。DNCB的作用时间及作用浓度参照本课题组前期研究结果[12]确定。

1.4 样品采集

细胞培养液的采集:BMEC经不同培养液处理6 h后,以重复为单位,分别收集细胞培养液于1.5 mL离心管中,15 455×g离心10 min,收集上清液用于后续指标测定。

细胞样品的采集:BMEC经不同培养液处理6 h后,弃上清,将培养皿置于冰上,加入1 mL PBS清洗2遍,加入1 mL动物细胞裂解液,置于冰上裂解30 min,之后用细胞刮刀刮取贴壁细胞,全部收集于到1.5 mL离心管中,15 455×g低温(4 ℃)离心10 min,收集上清液于新的离心管中,用于后续指标的测定。

1.5 测定指标与方法

BMEC相对增殖率(relative growth rate, RGR)采用四甲基偶氮唑盐[3-(4, 5-dimethylthiazol-2-yl)-2, 5-diphenyl tetrazolium bromide, MTT]法测定。将BMEC悬液中细胞的密度调整为1×104个/mL,每孔200 μL接种于96孔培养板中,至80%~90%细胞贴壁,弃去培养基,于无血清培养基中饥饿培养24 h,之后按照上述试验设计培养进行后续试验,向每个培养孔中加入20 μL的MTT(5 mg/mL);37 ℃培养4 h后,弃去上清液,甩板并拍干液体,再向每孔加入100 μL DMSO,使用全自动酶标仪(Synergy4,BioTek,美国)振荡10 min使结晶物充分溶解,490 nm波长下检测各孔吸光度(OD)值。OD值的大小反映细胞的存活数量,OD值越高,说明细胞的存活数量越多。

相对增殖率(%)=100×试验组OD490 nm/对照组OD490 nm

将BMEC悬液中细胞的密度调整为3×105个/mL,每皿3.5 mL接种于60 mm培养皿中,至80%~90%细胞贴壁,弃去培养基,于无血清培养基中饥饿培养24 h,之后按照上述试验设计培养进行后续试验,培养结束后收集细胞培养液和细胞样品。

细胞培养液中总抗氧化能力(total antioxidant capacity, T-AOC)采用钼酸铵显色法测定,超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)活性采用黄嘌呤氧化酶法测定,过氧化氢酶(catalase, CAT)活性采用比色法测定,具体操作步骤参照试剂盒说明书,试剂盒购自南京建成生物工程研究所。细胞培养液中iNOS活性及NO、IL-1、白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6)、肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α, TNF-α)的含量均采用酶联免疫吸附试验法[14]测定,具体操作参照试剂盒说明书,试剂盒购自美国R&D公司。

细胞中谷胱甘肽过氧化物酶(glutathione peroxidase, GPx)活性采用二硫代二硝基苯甲酸法测定,丙二醛(malondialdehyde, MDA)含量采用硫代巴比妥酸法测定,操作步骤参照试剂盒说明书,试剂盒购自南京建成生物工程研究所。细胞中活性氧(reactive oxygen species, ROS)及TrxR活性均采用酶联免疫吸附试验法[14-15]测定,具体操作参照说明书,试剂盒购自美国R&D公司。细胞中抗氧化指标的活性或含量换算为蛋白质含量基础,蛋白质含量采用二喹啉甲酸(bicinchoninix acid, BCA)法[16]测定,试剂盒购自北京碧云天公司。

1.6 数据处理与分析

本试验数据用Excel 2010进行初步整理及计算,采用SAS 9.0统计软件中的ANOVA程序进行单因素方差分析,并采用Duncan氏法进行多重比较检验。P<0.05为差异显著。

2 结果 2.1 IL-1Ra对DNCB诱导损伤的BMEC的RGR及抗氧化指标的影响

表 1可知,与CON组相比,DNCB组的RGR及SOD、CAT、GPx、TrxR活性及T-AOC显著降低(P<0.05),MDA含量及ROS活性显著升高(P<0.05),说明DNCB诱导BMEC发生了氧化损伤。与DNCB组相比,同时添加300 μmol/L DNCB与不同浓度的IL-1Ra后,BMEC的RGR及抗氧化酶活性随IL-1Ra浓度的增加均呈现升高趋势,其中,DRa5、DRa10、DRa20、DRa50组的上述指标都显著高于DNCB组(P<0.05),DRa20与DRa50组间差异不显著(P>0.05),并且RGR及CAT、GPx、TrxR活性均以DRa10组最高,显著高于其他IL-1Ra保护组(P<0.05),然而DRa1组与DNCB组无显著差异(P>0.05);然而,MDA含量及ROS活性呈现与抗氧化酶活性相反的变化趋势,显著下降(P>0.05)。对于Ra1、Ra5、Ra10、Ra20和Ra50组,除Ra10和Ra50组GPx活性较CON组显著降低(P<0.05)外,其他抗氧化指标和RGR与CON组相比均无显著差异(P>0.05)。

表 1 IL-1Ra对DNCB诱导损伤的BMEC的RGR及抗氧化指标的影响 Table 1 Effects of IL-1Ra on proliferation rate and antioxidant parameters in BMEC induced by DNCB
2.2 IL-1Ra对DNCB诱导损伤的BMEC的炎症指标的影响

表 2可知,与CON组相比,DNCB组炎症细胞因子(IL-1、IL-6、TNF-α)与NO含量及iNOS活性显著升高(P<0.05)。与DNCB组相比,同时添加300 μmol/L DNCB与不同浓度IL-1Ra的IL-1Ra保护组(DRa1、DRa5、DRa10、DRa20、DRa50组)中上述指标(DRa1组TNF-α含量除外)均显著降低(P<0.05),并随IL-1Ra浓度增加呈现先降低后升高的趋势,以DRa5、DRa10、DRa20组效果较好。单独添加不同浓度IL-1Ra的IL-1Ra处理组(Ra1、Ra5、Ra10、Ra20、Ra50组)的上述指标(Ra5组TNF-α含量除外)与CON组无显著差异(P>0.05)。

表 2 IL-1Ra对DNCB诱导损伤的BMEC的炎症指标的影响 Table 2 Effects of IL-1Ra on inflammation parameters in BMEC induced by DNCB
3 讨论

DNCB是一种对TrxR活性具有很强的抑制作用的亲电子化合物,它主要通过对TrxR活性中心的SeCys残基及其邻近的Cys残基烷基化来降低活性或灭活[11]。因此,DNCB也被用作建立氧化应激及炎症模型的诱导剂[12]。本研究结果显示,300 μmol/L DNCB作用6 h后,使BMEC的RGR下降25.28%,多种抗氧化酶活性也显著下降,而IL-1等炎症细胞因子与NO含量及iNOS与ROS活性、MDA含量均显著上升;但添加不同剂量的IL-1Ra处理后,上述指标呈相反的变化趋势,说明IL-1Ra缓解了DNCB诱导的细胞氧化损伤。对人胰岛B细胞的研究表明,IL-1Ra可以抑制IL-1β诱导的iNOS表达及NO过量产生,缓解细胞氧化损伤[17]。IL-1是一种主要由巨噬细胞产生的促炎性细胞因子,其与IL-1RⅠ结合后,募集IL-1R形成受体复合蛋白IL-1R AcP。信号传导在IL-1RⅠ与IL-1R AcP靠近细胞质附近的区域被激活,其中包括核因子-κB(nuclear factor-κB, NF-κB),c-Jun氨基末端激酶/激活蛋白-1(c-Jun N-terminal kinase/activator protein-1, JNK/AP-1)和p38丝裂原活化蛋白激酶(p38-mitogen-activated protein kinase, p38MAPK)等途径[5]。MAPK信号通路的激活也可以诱导NF-κB信号通路的活化,进而促使下游iNOS以及炎症细胞因子的表达,进一步导致NO等自由基的大量释放。过量释放的自由基反过来又诱导MAPK信号通路的激活,并刺激NF-κB信号通路的进一步活化,继而引发炎症介质的级联反应[18-19]。然而,当细胞膜受体位点一旦被非胞外信号先占据,信号的传递就会被中止。IL-1Ra是第1个被发现的淋巴因子拮抗剂,它能够以很高的亲和力与具有信号传导功能的IL-1R结合,但不引发生物学效应,因此可以对信号转导起到负调控的作用[20]。因此,本试验中IL-1Ra缓解氧化应激的机理可能是因为IL-1Ra能够与IL-1β竞争结合IL-1R,拮抗IL-1β以消除或减轻IL-1β的生物效应,通过抑制MAPK及NF-κB信号通路激活,下调iNOS表达,抑制NO的过量产生,从而减缓细胞的氧化应激。Sung等[21]关于大鼠脊髓的研究也得出了相似结果,IL-1Ra预处理通过阻断p38MAPK信号通路的磷酸化,减缓了IL-1β诱导的NO过量释放,缓解了大鼠的中枢神经损伤。Shen等[22]研究也发现,过表达IL-1Ra通过抑制NF-κB信号通路活化,缓解食道癌的恶化。因此,在本研究的基础上,关于IL-1Ra缓解BMEC内DNCB诱导NO大量释放的具体机制还需要从基因、蛋白表达以及信号通路激活的层面进一步深入研究。

IL-1Ra无任何激动剂活性,不触发任何信号即能阻断细胞因子IL-1的活性,且副作用小,但IL-1Ra用量要远超过IL-1才能达到有效治疗效果。研究表明,在IL-1Ra的剂量达到IL-1的10~500倍时,才能阻断IL-1 50%的生物学效应[23]。若要完全阻断IL-1,IL-1Ra的剂量需要达到IL-1的1 000倍[24-25]。例如,LPS诱导兔休克后,需要100 mg/kg的IL-1Ra才能达到治疗作用,这是内源性IL-1量的10 000倍[26]。这提示IL-1Ra对炎症抑制作用的大小与其剂量密切相关。研究发现,给予2型糖尿病大鼠注射50 mg/kg的IL-1Ra,可以显著降低血液中IL-1β的含量,减缓组织炎症反应,继而控制糖尿病的病程[27]。100 μg/kg的IL-1Ra可以显著降低处于应激状态的雄性大鼠脑部及血液中IL-1β的含量,其下游iNOS的表达也受到抑制[28]。本研究发现,IL-1Ra浓度达到10 μg/L时,即可引起BMEC中NO和炎症细胞因子TNF-α、IL-1、IL-6含量的显著下降,说明IL-1Ra浓度达到10 μg/L即可对BMEC产生显著的保护作用,且与20 μg/L IL-1Ra差异不显著,当IL-1Ra浓度进一步增加至50 μg/L时,上述指标有上升趋势。这些研究结果表明,机体内的IL-1和IL-1Ra之间的平衡和比值对机体的免疫状态和内环境稳定十分重要,适宜浓度的IL-1Ra抑制了IL-1信号,从而缓解了DNCB诱导的BMEC的氧化损伤。

4 结论

IL-1Ra可以阻断IL-1的信号通路,显著抑制了IL-1的活性,从而使iNOS活性和NO浓度下降,对DNCB引起的BMEC氧化损伤及炎症反应起到保护作用,本试验条件下IL-1Ra浓度为10 μg/L时效果最好。

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