动物营养学报    2019, Vol. 31 Issue (12): 5813-5822    PDF    
饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能、肠道菌群组成和组织形态的影响
苗淑彦 , 韩蓓 , 胡俊涛 , 朱锦裕 , 张鑫 , 董小敬 , 陈国宏     
扬州大学动物科学与技术学院, 扬州 225009
摘要: 在与肠道微生态有关的营养代谢研究中,通常向饲料中添加抗生素抑制肠道菌群的生长,以研究肠道菌群与宿主营养代谢的相互关系,但往往忽略抗生素本身对试验动物营养代谢及肠道健康等方面的影响。本试验旨在探讨饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能、肠道菌群组成和组织形态的影响,为相关研究提供参考。选择体质量[(9.43±0.12)g]相近、体格健壮的乌鳢幼鱼360尾,随机分为3组,每组设4个重复,每个重复30尾鱼。对照组(D1组)投喂基础饲料,试验组(D2、D3组)分别投喂在基础饲料中添加0.5和1.0 mg/kg四环素的试验饲料。试验期30 d。结果表明:1)D2和D3组的增重率、特定生长率和成活率显著低于D1组(P < 0.05),D3组的饲料系数显著高于D1组(P < 0.05)。2)D3组的肠道菌群操作分类单元(OTU)数量显著低于D1组(P < 0.05)。D2和D3组的Sobs指数、ACE指数、Shannon指数显著低于D1组(P < 0.05),Simpson指数显著高于D1组(P < 0.05)。3)饲料中添加不同浓度四环素降低了肠道中厚壁菌门(Firmicute)、芽孢杆菌科(Bacillaceae)、假单胞菌科(Pseudomonadaceae)、乳酸乳球菌属(Lactococcus)、土芽孢杆菌属(Geobacillus)和芽孢杆菌属(Bacillus)的比例,但增加了变形菌门(Proteobacteria)、链球菌科(Streptococcaceae)、莫拉菌科(Moraxellaceae)、链球菌属(Streptococcus)、明串珠菌属(Leuconostoc)和不动杆菌属(Acinetobacter)的比例。4)D1组的肠道绒毛高度显著高于D2和D3组(P < 0.05),D3组的肠道肠壁厚度和绒毛宽度显著低于D1组(P < 0.05)。由此可见,长期(30 d)的四环素应激易导致乌鳢肠道微生态紊乱以及肠道组织严重受损,且进一步引起乌鳢增重率、特定生长率和成活率下降,饲料系数升高。
关键词: 乌鳢    四环素    生长    菌群结构    肠道组织形态    
Effects of Dietary Different Concentrations of Tetracycline on Growth Performance, Intestinal Microbiota Composition and Morphology of Channa argus
MIAO Shuyan , HAN Bei , HU Juntao , ZHU Jinyu , ZHANG Xin , DONG Xiaojing , CHEN Guohong     
College of Animal Science and Technology, Yangzhou University, Yangzhou 225009, China
Abstract: In the study of nutrient metabolism related to intestinal microecology, antibiotics were usually used to inhibit the growth of intestinal microbiota, in order to study the relationship between intestinal microbiota and host nutrient metabolism, but the effects of antibiotics on the nutritional metabolism and intestinal health of experimental animals were often ignored. This experiment was aimed to investigate the effect of dietary different concentrations of tetracycline on growth performance, intestinal microbiota composition and morphology of Channa argus, to provide reference for related research. A total of 360 strong and healthy juvenile Channa argus with similar body weight[(9.43±0.12) g] were randomly divided into 3 groups with 4 replicates per group and 4 fish per replicate. Fish in the control group (group D1) were fed a basal diet, and others in experimental groups (groups D2 and D3) were fed basal diets supplemented with 0.5 and 1.0 mg/kg tetracycline, respectively. The experiment lasted for 30 days. The results showed as follows:1) the weight gain rate, specific growth rate and survival rate of groups D2 and D3 were significantly lower than those of group D1 (P < 0.05), the feed conversion ratio of group D3 was significantly higher than that of group D1 (P < 0.05). 2) The intestinal operational taxonomic units (OTU) number of D3 was significantly lower than that of group D1 (P < 0.05). The Sobs index, ACE index and Shannon index of groups D2 and D3 were significantly lower than those of group D1 (P < 0.05), and the Simpson index was significantly higher than that of group D1 (P < 0.05). 3) Dietary different concentrations of tetracycline decreased the proportion of intestinal Firmicute, Bacillaceae, Pseudononadaceae, Lactococcus, Geobacillus and Bacillus, but increased the proportion of Proteobacteria, Streptococcaceae, Moraxellaceae, Streptococcus, Leuconostoc and Acinetobacter. 4) The intestinal villus height of groups D1 was significantly higher than that of groups D2 and D3 (P < 0.05), and the intestinal wall thickness and villus width of group D3 was significantly lower than that of group D1 (P < 0.05). In conclusion, long-term (30 d) tetracycline stress can result in the microecological disorder and serious damage of intestinal tissue, which further cause the weight gain rate, specific growth rate and survival rate of Channa argus decrease, and feed conversion ratio increase.
Key words: Channa argus    tetracycline    growth    microbiota composition    intestinal morphology    

鱼类消化道黏膜表面附着一个复杂、动态的微生物群体,菌群数量基本固定在每克107~108个细菌[1]。到目前为止,对动物消化道微生物的研究仍不够全面,但可以肯定的是,消化道微生物存在于宿主消化道中特定的位置,并与宿主的营养代谢[2]、免疫系统发育和疾病抵抗[3]密切相关。研究证明,食物、养殖环境、药物等外界因素均能显著影响肠道菌群的组成和功能[4],而肠道微生态的紊乱可进一步影响宿主的营养代谢和肠道健康,包括肠黏膜完整性破坏等不良后果[5]

由于易导致动物产生细菌耐药性和易造成环境中抗生素残留等问题[6-7],欧盟农业委员会早在2007年即提出了在水产养殖中全面禁用抗生素的目标。我国也将在2020年全面进入无抗时代。但在与肠道微生态有关的营养代谢研究中,学者通常使用抗生素来创造肠道无菌环境。例如,Sheng等[8]在探究肠道微生物与斑马鱼(Danio rerio)脂质代谢的关系时,在饲料中添加抗生素以排除肠道菌群对于脂质代谢的影响,结果表明,经抗生素处理过的斑马鱼肠道脂质积累量显著降低。He等[9]研究发现,在罗非鱼(Oreochromis mossambicus)饲料中添加氟苯尼考显著影响了肠道菌群的数量和多样性,进而降低了机体自身对疾病的抵抗能力。Barros-Becker等[10]研究发现,长期处于氧四环素应激条件下的斑马鱼肠道中白细胞介素-1β(IL-1β)的表达量显著上调,说明氧四环素会诱发机体的炎症反应。Zhou等[11]在开展肠道微生态营养相关的研究中,用分别含5 g/kg磺胺甲唑和4 g/kg氧四环素的饲料饲喂斑马鱼6周后发现,虽然抗生素在一定程度上可以促进斑马鱼的生长,但同时也导致了斑马鱼免疫能力的下降和在攻毒试验中死亡率的升高;另外,分别将斑马鱼浸浴在含260 ng/L磺胺甲唑和420 ng/L氧四环素的水体中6周后,虽然斑马鱼的生长性能没有受到影响,但其免疫能力显著下降[12]。因此,在类似的相关研究中,必须考虑抗生素本身对宿主产生的影响。

乌鳢(Channa argus)俗称黑鱼、乌鱼、蛇头鱼等,是我国鳢科鱼类中分布最广、产量最高的种类,主要分布于长江流域和黑龙江流域,因其食用价值和药用价值较高、对水体中的环境因子适应力强、生长速度快等因素,而逐渐成为我国市场上欢迎度较高的肉食性鱼类。在开展肠道微生态营养相关的研究中,为探讨肠道菌群对宿主蛋白质代谢的影响,通过在饲料中添加广谱抗生素——四环素,以抑制肠道菌群的生长从而产生对照组。因此,本研究在前期研究的基础上,研究饲料中添加不同浓度的四环素对乌鳢生长性能、肠道菌群组成和组织形态的影响,探讨肠道微生态营养研究中使用抗生素的有效性和科学性,以期能更加合理地开展肠道菌群与宿主营养代谢的相互关系等方面的研究。

1 材料与方法 1.1 试验饲料

以鱼粉和豆粕为蛋白质源,以鱼油和豆油为脂肪源,制作基础饲料(粗蛋白质含量为41.50%,粗脂肪含量为9.10%)。基础饲料组成及营养水平见表 1。在基础饲料的基础上,分别添加0.5和1.0 mg/kg的四环素配制试验饲料。配制饲料前,所有原料过80目筛,混匀后添加适量的鱼油和豆油并充分混合,最后加适量水混匀,在螺杆挤压机中制成1.5 mm×3.0 mm的颗粒,于50 ℃烘箱内烘干并放入-20 ℃冰箱内保存。

表 1 基础饲料组成及营养水平(干物质基础) Table 1 Composition and nutrient levels of the basal diet (DM basis) 
1.2 试验设计及养殖管理

在扬州大学水产温室流水养殖系统中开展养殖试验,试验用乌鳢幼鱼购自高邮董氏特种水产有限公司,为当年人工培育的同一批种苗,所有幼鱼在水泥池(2.0 m×2.0 m×0.6 m)中暂养驯化,饱食投喂基础饲料2周后,禁食24 h,然后选择体质量[(9.43±0.12) g]相近、体格健壮的幼鱼360尾,随机分为3组,每组设4个重复,每个重复30尾鱼,养殖容器为200 L的纤维玻璃钢桶。对照组(D1组)投喂基础饲料,试验组(D2、D3组)分别投喂在基础饲料中添加0.5和1.0 mg/kg四环素的试验饲料。试验期30 d。

养殖期间,每日投喂饲料2次(08:00和18:00),投喂量为体质量的4%,投喂结束1 h后采用虹吸法收集残饵,并烘干称重。养殖水温为26.0~32.0 ℃,溶解氧浓度不低于5.5 mg/L。

1.3 样品采集与指标测定

养殖试验结束后,乌鳢禁食24 h采集试验样品。用麻醉剂(MS 222,250 mg/kg,Sigma公司,美国)对乌鳢进行麻醉以减少取样操作对鱼体产生的应激,并用75%的酒精擦拭鱼体以减少体表细菌污染。逐尾鱼称重后计算鱼体增重率(weight gain rate,WGR)、特定生长率(specific growth rate,SGR)和饲料系数(feed conversion ratio,FCR),计数每缸的鱼尾数后计算成活率(survival rate,SR)。每缸随机采集3尾鱼,无菌条件下分离肠道组织后,将内容物挤出并收集于同一个无菌Eppendorf管中,液氮保存,用于肠道菌群组成的测定;随后每缸再取3尾鱼,采集中肠组织,并放入Bouin’s固定液中,备检肠道组织形态。

采用105 ℃烘干恒重法测定饲料水分含量,采用半微量凯氏定氮法(FOSS Analytical AB 8400,Hoganas公司,瑞典)测定饲料粗蛋白质含量,采用索氏抽提法测定饲料粗脂肪含量,采用550 ℃高温灼烧法测定饲料粗灰分含量。

采用16S rDNA高通量测序法测定肠道内容物中的微生物组成,具体操作参照Zhou等[11],简述如下:采集样本提取微生物DNA,进行16S rDNA检测,PCR引物为515F:5′-GTGCCAGCMGCCGCGGTAA-3′和806R:5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′。获得的原始序列经过滤、嵌合体去除以及对优质序列按相似度97%聚类,最后获得操作分类单元(OTU);用BLAST进行序列比对,获得每个OTU分类学信息;利用Qiime生成不同分类水平上(纲、科、属)的物种丰度表。

肠道组织样品用Bouin’s液固定,乙醇梯度脱水,石蜡包埋,组织切片机切片,厚度为7 μm,苏木精-伊红(HE)染色,中性树胶封片,光学显微镜(OLYMPUS DP73)下观察组织学结构并拍照记录。

1.4 计算公式与统计分析

生长性能和成活率计算公式如下:

式中:Wf为试验终末鱼体平均体质量(g);Wi为试验初始鱼体平均体质量(g);d为试验天数(d);F为摄食饲料的质量(g);Nf为试验终末存活鱼的尾数;Ni为试验初始鱼尾数。

利用软件对单个样品的菌群组成进行α多样性分析,α多样性指数分析包含Sobs指数、Chao指数、ACE指数、Shannon指数和Simpson指数,以上数据分析均通过MOTHUR v3.0.3软件完成。采用Excel 2003和SPSS 20.0软件对试验结果进行统计分析,数据采用平均值±标准差(means±SD)的形式表示,显著水平为P < 0.05,当差异显著时采用Turkey’s检验分析组间的差异显著程度。

2 结果 2.1 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能及成活率的影响

饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能及成活率的影响见表 2。D2和D3组的终末体质量、增重率和特定生长率显著低于D1组(P < 0.05),且D3组的增重率和特定生长率显著低于D2组(P < 0.05);D1组的饲料系数显著低于D3组(P < 0.05),但D2组的饲料系数与其余2组无显著差异(P>0.05);各组成活率均高于80%,且D2和D3组的成活率显著低于D1组(P < 0.05)。

表 2 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能及成活率的影响 Table 2 Effects of dietary different concentrations of tetracycline on growth performance and survival rate of Channa argus
2.2 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群多样性的影响

饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群多样性的影响见表 3。分别从D1、D2和D3组乌鳢肠道中获得了42 770、41 271和41 018条原始序列;D3组的OTU数量显著低于D1组(P < 0.05),而D2组的OTU数量与其余2组差异不显著(P>0.05)。

表 3 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群多样性的影响 Table 3 Effects of dietary different concentrations of tetracycline on intestinal microbiota diversity of Channa argus (n=4)

根据样本OTU数量,采用Sobs指数、Chao指数、ACE指数、Shannon指数和Simpson指数对肠道菌群进行α多样性分析。其中,3组之间Chao指数没有显著差异(P>0.05),但D2和D3组的Sobs指数、ACE指数、Shannon指数显著低于D1组(P < 0.05),D1组的Simpson指数显著低于其余2组(P < 0.05)。

2.3 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群组成的影响

在门的分类水平上,共从乌鳢肠道中检测出13个门的微生物。由图 1可见,74.03%~81.49%的肠道菌为厚壁菌门(Firmicute),17.35%~24.32%的肠道菌为变形菌门(Proteobacteria),0.36%~0.84%的肠道菌为拟杆菌门(Bacteroidetes),0.17%~0.49%的肠道菌为梭杆菌门(Fusobacteria)。饲料中添加不同浓度四环素降低了乌鳢肠道中厚壁菌门的比例,并增加了变形菌门的比例。

图 1 饲料添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群组成的影响(门水平) Fig. 1 Effects of dietary different concentrations of tetracycline on intestinal microbiota composition of Channa argus (phylum level)

在科的分类水平上,共从乌鳢肠道中检测出26个科的微生物。由图 2可见,3组乌鳢肠道中链球菌科(Streptococcaceae)的比例(48.46%~67.65%)为最高,其次是芽孢杆菌科(Bacillaceae)(9.02%~27.07%)、假单胞菌科(Pseudomonadaceae)(8.14%~11.92%)、莫拉菌科(Moraxellaceae)(3.84%~6.23%)、明串珠菌科(Leuconostocaceae)(2.56%~3.89%)、肉杆菌科(Carnobacteriaceae)(1.74%~2.00%)。饲料中添加不同浓度四环素提高了乌鳢肠道中链球菌科和莫拉菌科的比例,降低了芽孢杆菌科和假单胞菌科的比例。

图 2 饲料添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群组成的影响(科水平) Fig. 2 Effects of dietary different concentrations of tetracycline on intestinal microbiota composition of Channa argus (family level)

在属的分类水平上,共从乌鳢肠道中检测出130个属的微生物。由图 3可见,3组乌鳢肠道中乳酸乳球菌属(Lactococcus)的比例(30.92%~42.93%)为最高。饲料中添加不同浓度四环素降低了乌鳢肠道中乳酸乳球菌属、土芽孢杆菌属(Geobacillus)和芽孢杆菌属(Bacillus)的比例,而增加了链球菌属(Streptococcus)、明串珠菌属(Leuconostoc)和不动杆菌属(Acinetobacter)的比例。

图 3 饲料添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群组成的影响(属水平) Fig. 3 Effects of dietary different concentrations of tetracycline on intestinal microbiota composition of Channa argus (genus level)
2.4 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道组织形态的影响

饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道组织形态的影响见表 4。D1组的肠道绒毛高度显著高于D2和D3组(P < 0.05),但D2和D3组之间无显著差异(P>0.05);D3组的肠道肠壁厚度和绒毛宽度显著低于D1组(P < 0.05),但D2组与其余2组无显著差异(P>0.05)。

表 4 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道组织形态的影响 Table 4 Effects of different concentrations of tetracycline on intestinal morphology of Channa argus (n=4) 

图 4可见,D1组的肠道黏膜及绒毛形态清晰,正常完整;D2和D3组的肠道绒毛高度明显变短,且绒毛密度降低,绒毛个数减少,尤其D3组的肠道绒毛缺损严重,且排列紊乱。

图 4 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道组织形态的影响 Fig. 4 Effects of different concentrations of tetracycline on intestinal morphology of Channa argus (40×)
3 讨论 3.1 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢生长性能的影响

本研究中,饲料中添加0.5和1.0 mg/kg的四环素饲喂乌鳢30 d后,显著降低了乌鳢的增重率和特定生长率,同时,饲料中添加1.0 mg/kg的四环素也显著升高了乌鳢的饲料系数。Straus等[13]使用添加50 mg/kg BW氧四环素的饲料投喂斑点叉尾(Ietalurus Punetaus)11周后发现,斑点叉尾鮰的特定生长率和饲料系数均没有显著变化。而在罗非鱼上的研究表明,氟苯尼考[14]、氧四环素[15]和黄霉素[16]均能显著提高罗非鱼的生长性能。Yan等[17]研究发现,将斑马鱼暴露在2和200 μg/L的磺胺甲唑中150 d,斑马鱼的生长未受到显著影响,但当磺胺甲唑浓度超过200 μg/L时,斑马鱼的增重率显著降低。佟建明[18]认为,抗生素的种类、动物的免疫能力和肠道微生物的组成决定了抗生素能否在鱼体中起到促生长的作用。本研究结果同时也表明,抗生素对鱼类生长和饲料利用率等方面的影响也受四环素浓度的影响。

3.2 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道菌群数量和组成的影响

本试验结果表明,饲料中添加0.5和1.0 mg/kg的四环素降低了乌鳢肠道中的菌群数量和菌群多样性,但四环素浓度与菌群的数量和多样性没有显著相关性。Tulstrup等[19]研究发现,服用抗生素10~11 d后,小鼠肠道的菌群结构和菌群多样性均发生了显著变化,如菌群多样性显著下降,变形菌门比例显著增加。He等[9]发现,饲料中添加20 mg/kg的氟苯尼考显著降低了罗非鱼肠道菌群的Shannon指数。同时,不同抗生素种类对肠道菌群的作用效果也具有一定的差异[20]。氧四环素显著降低了斑马鱼肠道中菌群的OTU数量、ACE指数和Chaol指数,而磺胺甲唑并未明显影响斑马鱼肠道中菌群多样性[11]。周文豪等[21]研究发现,土霉素对草鱼(Ctenopharyngodon idellus)肠道菌群和组成有较大的影响,而氯霉素仅对肠道菌的数量有显著降低作用,对肠道菌的组成并没有显著影响。Uyaguari等[22]研究发现,将草虾(Palaemonetes pugio)暴露于氧四环素中,当氧四环素浓度高于250 mg/L时,其肠道中的微生物大量死亡,但当氧四环素浓度为1、16或32 mg/L时,肠道微生物数量未受显著影响。Navarrete等[23]发现,每日口服75 mg/kg的氧四环素并未引起大西洋鲑(Salmo salar)肠道菌群数量的显著改变。然而,Panda等[24]发现,短期摄取氟喹诺酮后,人粪便中的微生物数量显著增加,推测可能是由于抗生素杀灭部分肠道固有微生物后,肠道中的另一部分固有微生物迅速占领生态位而出现大量增殖的现象。因此,抗生素对肠道菌群多样性和肠道菌群数量的影响可能与抗生素添加时间有关。

相对于肠道菌群数量和菌群多样性,肠道菌群组成更易受到抗生素的显著影响。Zhou等[11]发现,低浓度的磺胺甲唑并未显著改变斑马鱼肠道菌群的多样性,却显著降低了变形菌门的比例,显著升高了梭菌门的比例。在本研究中,厚壁菌门和变形菌门被发现是乌鳢肠道菌群组成的主要种类,饲料中添加不同浓度四环素降低了厚壁菌门的比例,增加了变形菌门的比例。此外,饲料中添加不同浓度也影响了乌鳢肠道菌群科和属水平上组成,但并未引起肠道菌群间的差异。有研究表明,用420 ng/L的氧四环素浸浴斑马鱼,斑马鱼肠道中变形菌门、厚壁菌门和拟杆菌门比例显著降低,而梭菌门比例显著升高[12]。杨雨辉等[25]用乳酸环丙沙星灌喂鲤鱼(Cyprinus carpio),结果发现鲤鱼肠道菌组成发生了显著变化,气单胞菌属比例显著下降,黄杆菌属、不动杆菌属和弧菌属比例显著上升。抗生素对肠道菌群组成的影响可能是由于在动物应对抗生素应激的过程中,对抗生素敏感的微生物数量减少了,而对抗生具有素耐药的微生物数量增加了。

3.3 饲料中添加不同浓度四环素对乌鳢肠道组织形态的影响

肠道在水生动物的营养消化吸收过程中起着重要的作用,其组织结构是否完整对鱼类的消化能力具有决定性的作用。据报道,抗生素可导致动物肠道壁变薄和渗透性增加[20, 26]。在本研究中,饲料中添加1.0 mg/kg的四环素显著降低了乌鳢的肠壁厚度,也显著升高了乌鳢的饲料系数;此外,肠绒毛是由肠上皮和肠道固有层共同突向肠腔的部分,能够使肠道吸收面积扩大约10倍,是鱼类肠内消化吸收的主要场所,因此,肠道绒毛的高度、宽度和密度也是反映肠道消化吸收能力的主要指标[27]。鱼类肠道内绒毛高度越高、面积越大就越有利于对营养物质的吸收。研究表明,抗生素可提高鸡肠壁绒毛长度和绒毛数量,增加黏膜面积[28]。但本试验结果表明,饲料中添加不同浓度四环素使乌鳢肠道绒毛变得短而少,排列稀疏,绒毛表面积显著减少,并推测可能进一步影响了乌鳢对饲料营养的吸收和利用。因此,有关肠壁厚度和绒毛高度、宽度的变化与动物饲料系数和生长的关系在相关研究中仍需进一步研究。

4 结论

长期(30 d)处于四环素应激状态下的乌鳢,导致肠道微生态紊乱以及肠道组织受损严重,并进一步引起乌鳢增重率、特定生长率和成活率下降,饲料系数升高。因此,在肠道微生态营养相关的研究过程中,如果使用抗生素来创造无菌的肠道环境,则抗生素自身对于鱼类营养吸收、机体免疫和肠道健康方面的影响也应引起重视。

参考文献
[1]
GÓMEZ G D, BALCÁZAR J L. A review on the interactions between gut microbiota and innate immunity of fish[J]. FEMS Immunology & Medical Microbiology, 2008, 52(2): 145-154.
[2]
MORIYA T, SATOMI Y, MURATA S, et al. Effect of gut microbiota on host whole metabolome[J]. Metabolomics, 2017, 13(9): 101. DOI:10.1007/s11306-017-1240-9
[3]
FLINT H J, SCOTT K P, LOUIS P, et al. The role of the gut microbiota in nutrition and health[J]. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology, 2012, 9(10): 577-589.
[4]
MERRIFIELD D L, OLSEN R E, MYKLEBUST R, et al.Dietary effect of soybean (Glycine max) products on gut histology and microbiota of fish[M]//EL-SHEMY H A.Soybean and nutrition.Rijeka: InTech, 2011.
[5]
CANI P D, POSSEMIERS S, VAN DE WIELE T, et al. Changes in gut microbiota control inflammation in obese mice through a mechanism involving GLP-2-driven improvement of gut permeability[J]. Gut, 2009, 58(8): 1091-1103. DOI:10.1136/gut.2008.165886
[6]
KEMPER N. Veterinary antibiotics in the aquatic and terrestrial environment[J]. Ecological Indicators, 2008, 8(1): 1-13. DOI:10.1016/j.ecolind.2007.06.002
[7]
SEYFRIED E E, NEWTON R J, RUBERT Ⅳ K F, et al. Occurrence of tetracycline resistance genes in aquaculture facilities with varying use of oxytetracycline[J]. Microbial Ecology, 2010, 59(4): 799-807. DOI:10.1007/s00248-009-9624-7
[8]
SHENG Y, REN H, LIMBU S M, et al. The presence or absence of intestinal microbiota affects lipid deposition and related genes expression in zebrafish (Danio rerio)[J]. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 1124. DOI:10.3389/fmicb.2018.01124
[9]
HE S, ZHOU Z, MENG K, et al. Effects of dietary antibiotic growth promoter and Saccharomyces cerevisiae fermentation product on production, intestinal bacterial community, and nonspecific immunity of hybrid tilapia (Oreochromis niloticus female×Oreochromis aureus male)[J]. Journal of Animal Science, 2011, 89(1): 84-92. DOI:10.2527/jas.2010-3032
[10]
BARROS-BECKER F, ROMERO J, PULGAR A, et al. Persistent oxytetracycline exposure induces an inflammatory process that improves regenerative capacity in zebrafish larvae[J]. PLoS One, 2012, 7(5): e36827. DOI:10.1371/journal.pone.0036827
[11]
ZHOU L, LIMBU S M, QIAO F, et al. Influence of long-term feeding antibiotics on the gut health of zebrafish[J]. Zebrafish, 2018, 15(4): 340-348. DOI:10.1089/zeb.2017.1526
[12]
ZHOU L, LIMBU S M, SHEN M L, et al. Environmental concentrations of antibiotics impair zebrafish gut health[J]. Environmental Pollution, 2018, 235: 245-254. DOI:10.1016/j.envpol.2017.12.073
[13]
STRAUS D L, BOWKER J D, BOWMAN M P, et al. Safety of aquaflor-medicated feed to sunshine bass[J]. North American Journal of Aquaculture, 2012, 74(1): 1-7. DOI:10.1080/15222055.2011.630262
[14]
MUTIYAR P K, MITTAL A K. Risk assessment of antibiotic residues in different water matrices in India:key issues and challenges[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2014, 21(12): 7723-7736. DOI:10.1007/s11356-014-2702-5
[15]
YIRUHAN, WANG Q J, MO C H, et al. Determination of four fluoroquinolone antibiotics in tap water in Guangzhou and Macao[J]. Environmental Pollution, 2010, 158(7): 2350-2358. DOI:10.1016/j.envpol.2010.03.019
[16]
NIE X P, LIU B Y, YU H J, et al. Toxic effects of erythromycin, ciprofloxacin and sulfamethoxazole exposure to the antioxidant system in Pseudokirchneriella subcapitata[J]. Environmental Pollution, 2013, 172: 23-32. DOI:10.1016/j.envpol.2012.08.013
[17]
YAN Z H, LU G H, YE Q X, et al. Long-term effects of antibiotics, norfloxacin, and sulfamethoxazole, in a partial life-cycle study with zebrafish (Danio rerio):effects on growth, development, and reproduction[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2016, 23(18): 18222-18228. DOI:10.1007/s11356-016-7018-1
[18]
佟建明. 饲用抗生素的促生长作用机制及其替代技术研究[J]. 饲料工业, 2006, 27(2): 1-4.
[19]
TULSTRUP M V L, CHRISTENSEN E G, CARVALHO V, et al. Antibiotic treatment affects intestinal permeability and gut microbial composition in Wistar rats dependent on antibiotic class[J]. PLoS One, 2015, 10(12): e0144854. DOI:10.1371/journal.pone.0144854
[20]
HILL D A, HOFFMANN C, ABT M C, et al. Metagenomic analyses reveal antibiotic-induced temporal and spatial changes in intestinal microbiota with associated alterations in immune cell homeostasis[J]. Mucosal Immunology, 2010, 3(2): 148-158. DOI:10.1038/mi.2009.132
[21]
周文豪, 陈孝煊, 陈昌福. 投喂氯霉素和土霉素后草鱼肠道菌群变化[J]. 华中农业大学学报, 1997, 25(增刊): 91-100.
[22]
UYAGUARI M, KEY P, MOORE J, et al. Acute effects of the antibiotic oxytetracycline on the bacterial community of the grass shrimp, Palaemonetes pugio[J]. Environmental Toxicology and Chemistry, 2009, 28(12): 2715-2724. DOI:10.1897/08-514.1
[23]
NAVARRETE P, MARDONES P, OPAZO R, et al. Oxytetracycline treatment reduces bacterial diversity of intestinal microbiota of Atlantic salmon[J]. Journal of Aquatic Animal Health, 2008, 20(3): 177-183. DOI:10.1577/H07-043.1
[24]
PANDA S, EL KHADER I, CASELLAS F, et al. Short-term effect of antibiotics on human gut microbiota[J]. PLoS One, 2014, 9(4): e95476. DOI:10.1371/journal.pone.0095476
[25]
杨雨辉, 佟恒敏, 卢彤岩, 等. 乳酸环丙沙星对鲤鱼肠道菌群的影响[J]. 中国兽医杂志, 2003, 39(10): 38-40. DOI:10.3969/j.issn.0529-6005.2003.10.015
[26]
DIBNER J J, RICHARDS J D. Antibiotic growth promoters in agriculture:history and mode of action[J]. Poultry Science, 2005, 84(4): 634-643. DOI:10.1093/ps/84.4.634
[27]
SANG H M, FOTEDAR R. Effects of mannan oligosaccharide dietary supplementation on performances of the tropical spiny lobsters juvenile (Panulirus ornatus, Fabricius 1798)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2010, 28(3): 483-489.
[28]
谷琳琳, 姜海龙, 王鹏, 等. 添加抗生素对动物肠道健康的影响[J]. 养猪, 2015(3): 125-128. DOI:10.3969/j.issn.1002-1957.2015.03.055