动物营养学报    2020, Vol. 32 Issue (2): 487-496    PDF    
营养策略缓解鱼类拥挤胁迫的研究进展
王裕玉 , 聂志娟 , 徐跑 , 徐钢春     
中国水产科学研究院淡水渔业研究中心, 农业部淡水渔业和种质资源利用重点实验室, 无锡 214081
摘要: 集约化养殖生产中,高放养密度导致的应激反应通常会影响鱼类的生长、抗氧化能力、免疫力及抗病力等。本文综述了拥挤胁迫对鱼类生长和生理机能的影响以及缓解拥挤胁迫的营养策略研究,以期为深入研究拥挤效应和营养缓解策略的合理应用提供科学依据。
关键词: 拥挤胁迫    应激反应    营养    缓解策略    
Research Progress on Nutrition Strategies for Mitigation of Fish Crowding Stress
WANG Yuyu , NIE Zhijuan , XU Pao , XU Gangchun     
Key Laboratory of Freshwater Fisheries and Germplasm Resources Utilization, Ministry of Agriculture, Freshwater Fisheries Research Center, Chinese Academy of Fishery Sciences, Wuxi 214081, China
Abstract: In intensive breeding production, the stress response caused by high stocking density can affect the growth, antioxidant ability, immunity and disease resistance of fish. This article reviewed the effects of crowding stress on growth and physiological functions of fish, and the research on nutrition strategies for mitigation of crowding stress, aiming to provide reference for its future development.
Key words: crowding stress    stress response    nutrition    mitigation strategies    

集约化水产养殖中,鱼类通常会面临重金属、捕捞、长途运输、拥挤、溶解氧降低和温度剧变等应激源。当机体遭受应激刺激时,其内分泌、生理、免疫系统和代谢机能等会发生相应的变化,导致鱼类存活、生长、繁殖力改变[1]。放养密度被认为是集约化养殖中最重要的变量之一,在实际生产中往往通过提高放养密度达到增加养殖产量和效益的目的。但是,高放养密度加剧了养殖动物对空间和食物资源的竞争,激活了机体的应激反应,诱导了行为、摄食、免疫及生理功能等发生改变[2-3],最终会影响鱼类的福利、生长和养殖效益。寻找缓解或消除拥挤胁迫引起的负面效应的措施引起了人们的持续关注。通常采用的措施有调控水质条件、科学的管理操作、合理的投喂策略、营养学调控手段以及选育抗逆性强的品系等。

营养学调控手段被证明是缓解胁迫、促进生长和提高健康状况的最常用和最有效的措施之一。鱼类遭受应激时,通过调节生理功能以增加能量供应来适应和应对拥挤造成的负面影响[4],保证优质高效的饲料是促进水产动物生长发育、增强免疫力和减少应激胁迫副作用的重要途径之一。目前有关营养干预拥挤胁迫的研究主要集中在谷氨酰胺、不饱和脂肪酸、维生素C和维生素E、有机硒、牛磺酸、多糖类化合物和益生菌等非营养性添加剂。研究结果证实,通过营养干预的方法可以增强机体免疫力和抗病力,缓解应激带来的负面影响,但是缓解效果因水产动物的种类、大小与生理状态,营养素种类、添加量和添加方法以及养殖环境等不同而存在差异[5-12]。本文拟对拥挤胁迫对鱼类生长和生理机能的影响及通过营养干预的手段提高其应对胁迫的能力等作一综述,以期为采用营养策略来减轻甚至消除胁迫带来的负面影响提供参考。

1 应激反应

高放养密度是一种慢性应激,它能激活下丘脑-脑垂体-肾间组织(HPI)轴,导致克林雷氏鲶、欧洲鲈和鲑鱼等硬骨鱼类血浆皮质醇含量升高[13-15]。在应激情况下,鱼类会发生一系列的生理生化反应以应对应激胁迫,这主要包括一级反应(血浆儿茶酚胺和皮质醇含量升高)、二级反应(以上激素在组织水平上的作用)和三级反应(生长性能、行为和抗病力的改变)[5],拥挤胁迫应激反应过程见图 1

CRH:皮质类固醇释放激素corticosteroids release hormone;ACTH:促肾上腺皮质激素adrenocorticotrophic hormone;GR:糖皮质激素受体glucocorticoid receptor;PEPCK:磷酚丙酮酸羧激酶phosphoenolpyruvate carboxykinase;JAK:Janus激酶Janus kinase;STAT:信号转导和转录激活因子signal transducer and activator of transcription;IGF-Ⅰ:胰岛素样生长因子-Ⅰ insulin-like growth factor-Ⅰ;ROS:活性氧reactive oxygen;GPx:谷胱甘肽过氧化物酶glutathione peroxidase;GST:谷胱甘肽硫转移酶glutathione S-transferase;SOD:超氧化物歧化酶superoxide dismutase;CAT:过氧化氢酶catalase;GR:谷胱甘肽还原酶glutathione reductase;GSH:还原型谷胱甘肽reduced glutathion;CYP450:细胞色素P450 cytochrome P450;MT:金属硫蛋白metallothionein。 图 1 拥挤胁迫应激反应过程 Fig. 1 Stress response process of crowding stress[4, 16-18]
2 应激胁迫的评价指标 2.1 皮质醇

皮质醇是由硬骨鱼头肾的类固醇生成细胞分泌的糖皮质激素,其是通过HPI轴的激活而释放的。应激时,下丘脑首先向血液循环释放促肾上腺皮质激素释放因子(CRF),然后CRF刺激脑垂体前叶分泌促肾上腺皮质激素,最终激活皮质醇的生成与分泌[7]。在拉网、运输、拥挤、盐度及温度等环境条件发生急剧变化时,血清皮质醇含量迅速升高[5, 14, 19-20];机体对应激适应后,血清皮质醇含量恢复到或接近应激前的水平,皮质醇促进脂肪和糖类等能量物质的代谢以满足机体对额外的能量的需求,因此,血清皮质醇含量可以作为反映水产养殖动物应激的关键参数之一。然而,研究者对尼罗非鱼[2]、虹鳟[3, 21-23]和鲈鱼[24]的研究表明,拥挤胁迫并未显著影响血清皮质醇含量,这可解释为鱼类对慢性应激已经产生了适应,HPI轴的负反馈调控机制使得血清皮质醇含量降低,因此,血清皮质醇含量不适合作为鱼类长期胁迫的指标[23]。研究发现,拥挤胁迫下虹鳟和鲤鱼排入水体中的皮质醇的量急剧升高,因此,可以直接测定水体中皮质醇含量以降低捕捞和解剖鱼类对结果的影响,水中皮质醇含量可以用作评估水生生物遭受胁迫程度的指数[7]。需要注意的是,不同物种或同一物种放养密度与血清皮质醇含量的关系还不明确,有待于进一步研究。

2.2 儿茶酚胺

儿茶酚胺主要由去甲肾上腺、肾上腺素和多巴胺组成,会影响水产动物的碳水化合物和脂类代谢。近年来有学者将其作为研究水产动物神经内分泌和免疫系统对环境胁迫响应的重要指标[25-26]。鱼类等动物在遭受低氧、重金属和拥挤等胁迫时,首先胁迫会激活交感肾上腺轴,刺激交感神经产生兴奋,引起交感神经和肾上腺髓质释放儿茶酚胺类物质,对其内部和外部环境的变化作出响应[27]。应激时,儿茶酚胺诱发淋巴细胞、巨噬细胞和其他免疫细胞等促炎性细胞因子合成和分泌。儿茶酚胺作为一种应激激素而影响机体免疫功能,可动员虹鳟、斑点叉尾和鲤鱼等水产动物骨骼肌和肝脏等组织内糖原分解和糖异生,以满足应激引起的对能量增加的需求[26-27]

2.3 葡萄糖和乳酸

血清中的葡萄糖和乳酸是应激反应的二级产物,其与皮质醇的分泌紧密相关[5]。在拉网捕捉、拥挤、环境剧变等急性刺激条件下,金头鲷[5]、鲈鱼[19]和虹鳟[14]血浆中葡萄糖含量显著增加;胁迫会增加鱼类的耗氧量、活动频率和幅度,最终会导致血浆中乳酸含量增加[20, 28];但是,长时间的拥挤胁迫后,鱼类对胁迫逐步适应,血浆中的葡萄糖和乳酸含量恢复到接近胁迫前的水平[2-3, 5, 24];此外,测定血浆中葡萄糖和乳酸的含量相比测定皮质醇简单一些,因此,二者可用作评估急性应激的重要指标[28]

2.4 溶菌酶

非特异性免疫系统是水生生物抵御各种致病菌入侵的第1道防线,与哺乳动物相比,它对鱼类显得更加重要。溶菌酶活性是鱼类非特异性体液免疫的重要因子之一,广泛分布于鱼类的血浆、淋巴组织、黏液和其他体液中;溶菌酶会溶解革兰氏阴性菌和革兰氏阳性菌的细胞壁,此外,溶菌酶还能促进吞噬作用,并激活补体系统和吞噬细胞等,在非特异性免疫系统中发挥着非常重要的作用[29]。溶菌酶活性的变化亦可作为反映鱼类应激程度的重要指标[3]。Rotllant等[30]对真鲷的研究显示,在拥挤胁迫16 d后血清溶菌酶活性显著增加且持续7 d,拥挤胁迫后溶菌酶活性并没有表现出持续的抑制,这可能是在一段时间的胁迫后机体防御机制作出的响应;高放养密度组金头鲷血清溶菌酶活性(67.49 U/mL)显著高于低放养密度组(36.84 U/mL)[8];相反,研究者对罗非鱼[2]和草鱼[31]分别进行84和60 d的养殖试验,研究发现,高密度胁迫会引起血清溶菌酶活性降低,这可解释为慢性应激时鱼类会以较低的免疫水平来适应生存。还有研究发现,拥挤胁迫导致虹鳟血清溶菌酶活性呈先降低再升高的变化趋势[31]。血浆溶菌酶活性与应激胁迫的关系表现出不同的趋势,目前还没有明确的解释,Saurabh等[29]将其归纳为性别、年龄和大小、季节、水温、酸碱度、毒物、感染和应激源的程度等诸多影响因素,具体原因有待于进一步深入研究。

2.5 热休克蛋白(HSP)

HSP作为分子伴侣主要参与蛋白质折叠与转运、受体结合、水解和细胞内定位。HSP被认为是水生生物应激和环境损害的生物标志物,按分子质量分为HSP60、HSP70、HSP90、HSP100和小HSP,能够被低氧、高温、拥挤和重金属等应激源诱导合成,参与免疫应答,维持细胞内稳态、保护机体免受应激损害[32]。正常情况下,机体中HSP70含量较低,但是当遭遇应激时,HSP70含量显著上升,另外,HSP70易于被检测,因此,HSP70可以用作评估机体对应激反应的敏感指标[33-34]。Liu等[32]报道,养殖前80天,放养密度对大菱鲆肝脏HSP70含量无显著影响,而在养殖120 d时,高密度组肝脏HSP70含量急剧升高,HSP90含量无显著变化;Ran等[34]对罗非鱼、Küçükbay等[35]对虹鳟和Caipang等[36]对大西洋鳕鱼的研究也发现,高放养密度能诱导机体HSP70含量升高。机体HSP70含量的升高是细胞应对压力而作出的调整,降低应激对细胞的损伤,从而对细胞功能的完整性起到保护作用,确保应激诱导的受损细胞结构与功能的恢复和重建[33, 37]

3 拥挤胁迫对鱼类的影响 3.1 对生长的影响

鱼类的生长与其放养密度密切相关。研究表明,适宜的放养密度不会影响鱼类的成活率、生长性能和饲料效率等,但是放养密度过高会对鱼类的行为、摄食、生长、健康、福利和产量等造成负面影响,甚至导致死亡率升高,大多数的放养密度研究符合这一规律。Liu等[32]对循环水养殖系统中放养大菱鲆的研究结果显示,养殖前80天,放养密度对其体重和特定生长率等无显著影响,而在养殖120 d时,过高的放养密度可能阻碍大菱鲆体内代谢和抗氧化酶活性,引起生理应激和免疫抑制;研究者对罗非鱼[2, 34]、金头鲷[5, 8]、鲟鱼[38]和虹鳟[3, 39]的研究中亦发现,鱼类的生长率与放养密度呈负相关;然而,Lupatsch等[14]和North等[22]对虹鳟、Di Marco等[24]对欧洲鲈鱼、Andrade等[40]对塞内加尔鳎的研究结果显示,放养密度不会影响鱼类的生长和摄食。有趣的是,与高放养密度组相比较,低放养密度组北极红点鲑、欧洲鲈等鱼类摄食率和生长率低而饲料系数高[41]。不同研究者得出的结论因鱼的种类、大小、生理状态以及饲料营养、水体交换率、密度设置梯度、养殖周期和养殖条件等不同而存在较大差异。

关于高放养密度造成的慢性应激胁迫导致鱼类生长率降低的原因存在不同观点。鱼类的生长与摄食相关。高放养密度胁迫导致摄食量减少,进而引起生长受阻[23],低摄食率是鱼类对拥挤胁迫的适应引起的[38, 42]。过高的放养密度会加剧鱼类对食物的获取和空间的竞争,鱼类通过活动耗能和代谢耗能增加来满足其对能量的额外需求,而用于生长的能量减少,最终导致鱼类的生长变缓[42];另外,鱼类个体异质性是高密度放养时生长变缓的一个因素,生长优势明显的鱼类占有较多的空间和食物资源,而处于弱势群体的鱼类占有的资源相对少,导致群体的生长变缓,个体均质性变大[23]。研究发现,放养密度过高会导致水质恶化而引起欧洲鲈鱼和虹鳟生长受阻[14, 21];在高密度放养时,可以通过提高水体中溶解氧的含量来缓解拥挤胁迫引起的应激对银大马哈鱼[43]和大西洋鲑[44]生长的抑制效应。

3.2 对生理机能的影响

研究发现,高放养密度能够改变鱼类血液的浓稠性,表现为血红蛋白含量、红细胞数量和红细胞压积显著升高[8, 45],这可能是因为鱼类在遭受拥挤胁迫时,通过增加血红蛋白含量来提升红细胞的氧气(O2)携带能力,以满足机体对O2的需求。然而,Ni等[46]对施氏鲟的研究发现,放养密度对其血液白细胞、红细胞和中性粒细胞数量无显著影响,而中放养密度组和高放养密度组试验鱼血红蛋白含量要显著升高。持续的拥挤胁迫可引起鱼类补体活性降低,或补体中部分蛋白质组分失去活性,抑制了免疫系统的正常功能,导致鱼类抵御病原体入侵的能力降低,诱发疾病,甚至会引起死亡[8, 24, 30]。此外,拥挤胁迫还会对鱼类的免疫组织和器官造成负面影响。Ni等[46]报道,史氏鲟的脾脏指数和肾脏指数随着放养密度的升高而降低;王文博等[31]报道,高放养密度组草鱼的脾脏明显萎缩,脾脏指数显著降低。以上研究结果表明拥挤胁迫会改变鱼类的生理机能和免疫功能。

4 缓解胁迫的营养措施 4.1 氨基酸

谷氨酰胺(Gln)是合成谷胱甘肽的前体,谷胱甘肽能抵御自由基对生物膜的氧化损伤,维持肠胃黏膜结构的完整性,保护细胞膜结构和功能,维持氧化还原状态,从而增强机体免疫力和抗氧化能力[1, 9, 47]。饲料中添加Gln能提高建鲤[1]和杂交罗非鱼[48]的摄食率、饲料利用率和生长率;Gln能够改善斑点叉尾肠道形态,增加肠上皮细胞的迁移率,但是对其生长性能无显著影响[49]。不同的研究所得结果存在差异,可能是由于鱼的规格或不同鱼类对Gln的代谢途径不同而存在差异。拥挤胁迫条件下,适量的Gln能够通过调节激素分泌来提高建鲤[1]和草鱼[50]等鱼类的抗氧化能力、免疫应答和抗病力,这可解释为Gln代谢、脱氨基而产生谷氨酸,合成的谷胱甘肽参与清除氧自由基,抑制脂质过氧化,增强机体的免疫和抗氧化力。Gln还参与细胞因子的分泌、吞噬细胞的活力及由嗜中性粒细胞和吞噬细胞所调控的过氧化物的生成,增加细胞因子肿瘤坏死因子(TNF)和白细胞介素-1(IL-1)的产生,发挥免疫调节作用。体外试验结果显示,在受到应激之前通过添加Gln可促进HSP70表达,细胞的应激能力得到提高,从而达到对应激细胞的保护作用[51]。然而,游离Gln在饲料中应用的较少,这是由于在长时间的储存过程中,Gln易降解生成有毒的焦谷氨酸,从而对动物产生毒害作用。Fürst等[52]提出了谷氨酰胺二肽的概念,即利用化学和生物技术的方法合成稳定和高度可溶性的丙氨酸(Ala)-Gln,其具有较好的氮平衡,可维持肠道通透性,能被鱼体内相关酶分解,继而发挥Gln的功效。

精氨酸(Arg)是一种多功能氨基酸,参与鱼类免疫和抗氧化系统,同时参与蛋白质结构。Hoseini等[10]研究结果表明,与低放养密度(10 g/L)相比,高放养密度(20 g/L)导致鲤鱼生长性能下降,血浆皮质醇、葡萄糖、蛋白质和替代途径补体(ACH50)含量与溶菌酶活性增加,而血浆免疫球蛋白含量和白细胞数量减少,头肾细胞因子基因表达量降低。饲料Arg水平为饲料蛋白质的5.3%时,可显著抑制血浆皮质醇含量和溶菌酶活性的升高,减轻应激性白细胞介素-1β(IL-1β)和白细胞介素-8(IL-8)基因的下调;此外,高密度放养条件下,过高的Arg水平对其生长和健康没有有利影响。

4.2 不饱和脂肪酸

多不饱和脂肪酸(PUFA)除了氧化功能外,还具有其他的生理功能,比如,PUFA作为磷脂双分子层的重要组成成分,对于维持细胞膜结构和功能是必不可少的;对于维持细胞内稳态、促进淋巴细胞增殖、维持脂肪代谢、调控细胞代谢、调节免疫功能等至关重要[11]。鱼类饲料中合理的PUFA含量及其比例可提高其免疫力和抗病力,但是饲料中脂肪酸含量过高或不足时,会抑制其免疫功能[53-54]。Trenzado等[23]研究结果显示,以豆油为脂肪源并添加维生素能缓解高放养密度应激对虹鳟生理的影响和促进生长,由于虹鳟能够合成高不饱和脂肪酸(HUFA),因此,减少HUFA的含量能提高虹鳟在拥挤胁迫下的抗逆性和福利;在拥挤胁迫应激下,采用花生四烯酸强化过的轮虫饲喂金头鲷仔鱼,其成活率显著提高,这说明花生四烯酸对抗拥挤胁迫应激有利[55]

4.3 微量元素

饲料中添加适量微量元素可促进鱼类生长,提高存活率、抗病力和免疫力,而过量添加时会对鱼类产生毒性效应,抑制其免疫反应[53]。硒是动物必需的微量元素之一,因其在机体遭受胁迫时可以保护细胞膜免受氧化损伤,因而受到越来越多的关注[35, 56]。应激源会导致硒利用率的提高,因此,饲料中补充硒是必要的,可以作为发生应激时的应急措施[57]。Saffari等[12]和Ashouri等[58]对鲤鱼的研究表明,饲料中添加1 mg/kg纳米硒可促进生长和改善抗氧化防御系统,微量元素主要是通过改变动物体内抗氧化酶的活性来调节免疫力和抗应激能力。Küçükbay等[35]研究了不同硒源对虹鳟生长和血清氧化应激标志物等指标的影响,结果显示,饲料中补充0.30 mg/kg硒对拥挤状态下虹鳟的生长、生理和健康状况有益,而且硒代蛋氨酸的效果要优于亚硒酸钠;然而,Naderi等[3]对虹鳟的研究结果显示,高放养密度组饲料中添加1 mg/kg纳米硒对其生长性能和健康状况等无改善作用,这可能与硒的类型有关。有机硒更容易被鱼类吸收,其生物利用率和对健康方面的影响比无机硒更有效[56-57]

4.4 维生素C

维生素C是水溶性维生素,在水解反应中起着辅酶的作用,其作为一种抗氧化剂,能够保护细胞免受自由基的侵害,改善吞噬细胞的呼吸爆发,减少炎症反应的发生[59]。值得注意的是,应激会增加机体中维生素的动员和排泄,从而增加对维生素的需求量[35]。饲料中适量添加维生素C作为免疫增强剂可以提高动物机体的免疫力和抗病力,缓解应激所造成的负面效应。明建华等[60]的研究结果显示,在团头鲂饲料中添加700 mg/kg维生素C可提高其抗氧化力、非特异性免疫力及抗拥挤胁迫能力;在金头鲷[8]和巨骨舌鱼[61]饲料中添加高剂量维生素C时,可以降低拥挤胁迫诱导的血浆葡萄糖和皮质醇含量升高[16]。维生素C调节应激引起的生理变化,这可解释为维生素C通过控制不饱和脂肪酸的过氧化而抑制类固醇的生成,进而抑制皮质醇的生成,从而调节胁迫导致的生理状况变化[8, 62]。另外,维生素C通过神经调节因子调节去甲肾上腺素和多巴胺含量,从而调控鱼类的行为,提高对胁迫的适应和抵抗力[63];相反,饲料中添加维生素C对胁迫条件下斑点叉尾、鲤鱼和大西洋鲑等鱼类的免疫力和抗病力无显著影响[7]。造成这种差异的原因可能与试验动物的种类、生长阶段、维生素C添加量以及生物利用率的不同有关[59, 64]

4.5 维生素E

维生素E是一种脂溶性抗氧化剂,具有保护生物膜、脂蛋白和脂质不被氧化的作用。维生素E的抗氧化功能包括清除自由基以抑制脂质过氧化,从而提高鱼类免疫反应和生长等[3]。有关胁迫条件下维生素E调节机体生理状态的研究不多。Naderi等[3]的研究结果显示,高放养密度条件下虹鳟摄食率、生长性能和总抗氧化能力降低,而血清溶菌酶活性、白蛋白和胆固醇含量升高,在饲料中添加500 mg/kg维生素E能显著改善虹鳟鱼的生长性能和健康状况,且纳米硒和维生素E的联合使用能更有效地降低拥挤胁迫条件下鱼血浆皮质醇含量的升高;Trenzado等[23]指出,在饲料中补充维生素E和豆油可提高虹鳟在拥挤胁迫条件下的生长性能;在拥挤胁迫条件下,在金头鲷饲料中添加250 mg/kg维生素E时,血清溶菌酶活性和ACH50含量与低放养密度组无显著差异,而皮质醇含量则较低[8],这可能是因为维生素E抑制脂肪酸氧化,通过降低血浆中皮质醇含量以缓解拥挤带来的应激反应,增强抗应激能力。

4.6 功能性抗应激添加剂

饲料中添加适量的功能性抗应激添加剂可促进养殖动物生长、提高免疫力和对胁迫的耐受性,但是功能性抗应激添加剂对胁迫的调节机制目前还不清楚。番茄红素是一种类胡萝卜素,它是一种有效的抗氧化剂,具有较强的清除超氧自由基和抑制脂质过氧化的能力,其单线态氧淬灭能力是β-胡萝卜素的2倍,是α-生育酚的10倍[6, 39]。高放养密度条件下虹鳟饲料中添加400 mg/kg番茄红素能有效提高其摄食率和增重,提高其抗氧化系统功能和健康状况,表现为肌肉过氧化氢酶(CAT)、超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)活性及核因子E2相关因子2(Nrf2)和血红素氧化酶-1(HO-1)含量升高,而丙二醛(MDA)和HSP70含量显著降低[39],这表明番茄红素在细胞水平上通过激活宿主防御系统,减少因拥挤胁迫引起的脂质过氧化和氧化应激的不利影响。在团头鲂饲料中添加60 mg/kg大黄素可提高其抗氧化能力、非特异性免疫力以及HSP70 mRNA的表达水平,增强其抵抗拥挤胁迫的能力[60];在虹鳟饲料中添加0.1% β-葡聚糖能提高其机体免疫力[65];在拥挤胁迫条件下,在建鲤饲料中添加2.0%大黄蒽醌提取物能有效降低血清葡萄糖和皮质醇含量[66];在青鱼幼鱼低鱼粉饲料中添加0.1%牛磺酸可改善其肠道结构,有效提高其生长性能和抗急性拥挤胁迫能力[67]。以上研究结果表明,饲料中适量添加功能性抗应激添加剂可以增强鱼类的免疫力,促进鱼类生长和健康。值得注意的是,其作用机理目前还不明确,有待于进一步研究。

4.7 益生菌

益生菌是一种活的微生物成分,其通过改变宿主相关或周围的微生物群落、提高饲料营养价值或利用率、增强宿主对疾病的反应或提高其周围环境的质量,对宿主生长和健康等产生有益的影响,主要有乳酸菌类、芽孢杆菌类、酵母菌、光合细菌和放线菌等,在水产养殖中常被用作生长促进剂、免疫增强剂、病原体生长抑制剂等[68]。Varela等[5]研究结果表明,益生菌Pdp11能够促进高放养密度条件下金头鲷的生长,提高胁迫耐受性,这与益生菌能提高有益微生物种群数量、微生物酶活性、消化酶活性和食物消化率等有关;在塞内加尔鳎的饲料中添加益生菌Pdp11,发现益生菌Pdp11可以通过调节重要免疫基因的表达、肠道菌群和肠道内环境以提高塞内加尔鳎对拥挤胁迫的耐受性[69];活面包酵母作为益生菌,可以降低罗非鱼因拥挤胁迫引起的负面效应,改善其健康状况[34];高放养密度胁迫条件下,饲料中添加5×106 CFU/g枯草芽孢杆菌对尼罗非鱼生长没有促进作用,但是改善了先天免疫系统,表现为红细胞数量和血红蛋白含量增加[2]。益生菌能缓解拥挤胁迫带来的负面影响,可能是因为其在肠道内增殖时分泌的某些酶类和自身的结构成分(如肽聚糖等)能刺激宿主免疫系统,进而促进生长、增强免疫力和胁迫耐受性[70-71]

5 小结

集约化水产养殖过程中,过度通过增加放养密度来实现高产量、高效益是不合理和不科学的,一方面高密度放养增加了养殖风险以及高饲料投喂量带来的环境压力;另一方面高密度放养诱导的应激反应对水产动物的生理、免疫功能和生长等福利状况造成严重的损害,因此,需要寻找合适的缓解策略,使动物更好地生长,获得更好的福利。通过营养手段干预放养密度带来的拥挤胁迫效应未来需要关注以下几个方向:1)筛选方便检测、准确敏感、稳定高效的指标用于反映鱼类拥挤应激状况;2)应用代谢组、蛋白质组学等新技术方法解释拥挤胁迫的分子机制;3)深入研究营养手段调控水产动物缓解拥挤胁迫的分子机制;4)选择适合于不同鱼类、不同生理状态下的非营养型或营养型添加剂,合理搭配不同的胁迫缓解添加剂。

参考文献
[1]
CHEN X M, GUO G L, SUN L, et al. Effects of Ala-Gln feeding strategies on growth, metabolism, and crowding stress resistance of juvenile Cyprinus carpio var.Jian[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2016, 51: 365-372.
[2]
TELLI G S, RANZANI-PAIVA M J T, DE CARLA DIAS D, et al. Dietary administration of Bacillus subtilis on hematology and non-specific immunity of Nile tilapia Oreochromis niloticus raised at different stocking densities[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2014, 39(2): 305-311.
[3]
NADERI M, KEYVANSHOKOOH S, SALATI A P, et al. Combined or individual effects of dietary vitamin E and selenium nanoparticles on humoral immune status and serum parameters of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) under high stocking density[J]. Aquaculture, 2017, 474: 40-47. DOI:10.1016/j.aquaculture.2017.03.036
[4]
NARDOCCI G, NAVARRO C, CORTÉS P P, et al. Neuroendocrine mechanisms for immune system regulation during stress in fish[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2014, 40(2): 531-538.
[5]
VARELA J L, RUIZ-JARABO I, VARGAS-CHACOFF L, et al. Dietary administration of probiotic Pdp11 promotes growth and improves stress tolerance to high stocking density in gilthead seabream Sparus auratus[J]. Aquaculture, 2010, 309(1/2/3/4): 265-271.
[6]
GIRAO P M, DA SILVA E M P, DE MELO M P. Dietary lycopene supplementation on Nile tilapia (Oreochromis niloticus) juveniles submitted to confinement:effects on cortisol level and antioxidant response[J]. Aquaculture Research, 2012, 43(5): 789-798. DOI:10.1111/j.1365-2109.2011.02890.x
[7]
麦康森, 艾庆辉, 徐玮, 等. 水产养殖中的环境胁迫及其预防——营养学途径[J]. 中国海洋大学学报, 2004, 34(5): 767-774.
[8]
MONTERO D, MARRERO M, IZQUIERDO M S, et al. Effect of vitamin E and C dietary supplementation on some immune parameters of gilthead seabream (Sparus aurata) juveniles subjected to crowding stress[J]. Aquaculture, 1999, 171(3/4): 269-278.
[9]
CHENG Z Y, GATLIN Ⅲ D M, BUENTELLO A. Dietary supplementation of arginine and/or glutamine influences growth performance, immune responses and intestinal morphology of hybrid striped bass (Morone chrysops×Morone saxatilis)[J]. Aquaculture, 2012, 362-43.
[10]
HOSEINI S M, YOUSEFI M, HOSEINIFAR S H, et al. Effects of dietary arginine supplementation on growth, biochemical, and immunological responses of common carp (Cyprinus carpio L.), stressed by stocking density[J]. Aquaculture, 2019, 503: 452-459. DOI:10.1016/j.aquaculture.2019.01.031
[11]
艾庆辉, 麦康森. 鱼类营养免疫研究进展[J]. 水生生物学报, 2007, 31(3): 425-430. DOI:10.3321/j.issn:1000-3207.2007.03.019
[12]
SAFFARI S, KEYVANSHOKOOH S, ZAKERI M, et al. Effects of different dietary selenium sources (sodium selenite, selenomethionine and nanoselenium) on growth performance, muscle composition, blood enzymes and antioxidant status of common carp (Cyprinus carpio)[J]. Aquaculture Nutrition, 2017, 23(3): 611-617. DOI:10.1111/anu.12428
[13]
BARCELLOS L J G, KREUTZ L C, DE SOUZA C, et al. Hematological changes in jundiá (Rhamdia quelen Quoy and Gaimard pimelodidae) after acute and chronic stress caused by usual aquacultural management, with emphasis on immunosuppressive effects[J]. Aquaculture, 2004, 237(1/2/3/4): 229-236.
[14]
LUPATSCH I, SANTOS G A, SCHRAMA J W, et al. Effect of stocking density and feeding level on energy expenditure and stress responsiveness in European sea bass Dicentrarchus labrax[J]. Aquaculture, 2010, 298(3/4): 245-250.
[15]
PICKERING A D, POTTINGER T G. Stress responses and disease resistance in salmonid fish:effects of chronic elevation of plasma cortisol[J]. Fish Physiology and Biochemistry, 1989, 7(1/2/3/4/5/6): 253-258.
[16]
LU Q R, SUN Y Q, ARES I, et al. Deltamethrin toxicity:a review of oxidative stress and metabolism[J]. Environmental Research, 2019, 170: 260-281. DOI:10.1016/j.envres.2018.12.045
[17]
WOJTCZYK-MIASKOWSKA A, SCHLICHTHOLZ B. DNA damage and oxidative stress in long-lived aquatic organisms[J]. DNA Repair, 2018, 69: 14-23. DOI:10.1016/j.dnarep.2018.07.003
[18]
FAUGHT E, VIJAYAN M M. Mechanisms of cortisol action in fish hepatocytes[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part B:Biochemistry and Molecular Biology, 2016, 199: 136-145. DOI:10.1016/j.cbpb.2016.06.012
[19]
ROTLLANT J, TORT L. Cortisol and glucose responses after acute stress by net handling in the sparid red porgy previously subjected to crowding stress[J]. Journal of Fish Biology, 1997, 51(1): 21-28. DOI:10.1111/j.1095-8649.1997.tb02510.x
[20]
YARAHMADI P, MIANDARE H K, FAYAZ S, et al. Increased stocking density causes changes in expression of selected stress-and immune-related genes, humoral innate immune parameters and stress responses of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2016, 48: 43-53.
[21]
KEBUS M J, COLLINS M, BROWNFIELD M S, et al. Effects of rearing density on the stress response and growth of rainbow trout[J]. Journal of Aquatic Animal Health, 1992, 4(1): 1-6. DOI:10.1577/1548-8667(1992)004<0001:EORDOT>2.3.CO;2
[22]
NORTH B P, TURNBULL J F, ELLIS T, et al. The impact of stocking density on the welfare of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J]. Aquaculture, 2006, 255(1/2/3/4): 466-479.
[23]
TRENZADO C E, DE LA HIGUERA M, MORALES A E. Influence of dietary vitamins E and C and HUFA on rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) performance under crowding conditions[J]. Aquaculture, 2007, 263(1/2/3/4): 249-258.
[24]
DI MARCO P, PRIORI A, FINOIA M G, et al. Physiological responses of European sea bass Dicentrarchus labrax to different stocking densities and acute stress challenge[J]. Aquaculture, 2008, 275(1/2/3/4): 319-328.
[25]
高菲, 杨红生, 许强, 等. 双壳贝类血淋巴中儿茶酚胺的检测方法初步研究[J]. 海洋科学, 2006, 30(1): 28-33. DOI:10.3969/j.issn.1000-3096.2006.01.007
[26]
FABBRI E, CAPUZZO A, MOON T W. The role of circulating catecholamines in the regulation of fish metabolism:an overview[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part C:Pharmacology, Toxicology and Endocrinology, 1998, 120(2): 177-192. DOI:10.1016/S0742-8413(98)10017-8
[27]
LACOSTE A, MALHAM S K, CUEFF A, et al. Stress-induced catecholamine changes in the hemolymph of the oyster Crassostrea gigas[J]. General and Comparative Endocrinology, 2001, 122(2): 181-188. DOI:10.1006/gcen.2001.7629
[28]
HSIEH S L, CHEN Y N, KUO C M. Physiological responses, desaturase activity, and fatty acid composition in milkfish (Chanos chanos) under cold acclimation[J]. Aquaculture, 2003, 220(1/2/3/4): 903-918.
[29]
SAURABH S, SAHOO P K. Lysozyme:an important defence molecule of fish innate immune system[J]. Aquaculture Research, 2008, 39(3): 223-239.
[30]
ROTLLANT J, PAVLIDIS M, KENTOURI M, et al. Non-specific immune responses in the red porgy Pagrus pagrus after crowding stress[J]. Aquaculture, 1997, 156(3/4): 279-290.
[31]
王文博, 李爱华, 汪建国, 等. 拥挤胁迫对草鱼非特异性免疫功能的影响[J]. 水产学报, 2004, 28(2): 139-144.
[32]
RØED K H, LARSEN H J S, LINDER R D, et al. Genetic variation in lysozyme activity in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J]. Aquaculture, 1993, 109: 237-244. DOI:10.1016/0044-8486(93)90166-V
[33]
LIU B L, JIA R, HAN C, et al. Effects of stocking density on antioxidant status, metabolism and immune response in juvenile turbot (Scophthalmus maximus)[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part C:Toxicology & Pharmacology, 2016, 190: 1-8.
[34]
BASU N, TODGHAM A E, EACKERMAN P A, et al. Heat shock protein genes and their functional significance in fish[J]. Gene, 2002, 295(2): 173-183. DOI:10.1016/S0378-1119(02)00687-X
[35]
RAN C, HUANG L, HU J, et al. Effects of dietary live and heat-inactive baker's yeast on growth, gut health, and disease resistance of Nile tilapia under high rearing density[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2016, 56: 263-271.
[36]
KÜçÜKBAY F, YAZLAK H, KARACA I, et al. The effects of dietary organic or inorganic selenium in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) under crowding conditions[J]. Aquaculture Nutrition, 2009, 15(6): 569-576. DOI:10.1111/j.1365-2095.2008.00624.x
[37]
CAIPANG C M A, BRINCHMANN M F, BERG I, et al. Changes in selected stress and immune-related genes in Atlantic cod, Gadus morhua, following overcrowding[J]. Aquaculture Research, 2008, 39(14): 1533-1540. DOI:10.1111/j.1365-2109.2008.02026.x
[38]
DE LAS HERAS V, MARTOS-SITCHA J A, Y Ú FERA M, et al. Influence of stocking density on growth, metabolism and stress of thick-lipped grey mullet (Chelon labrosus) juveniles[J]. Aquaculture, 2015, 448: 29-37. DOI:10.1016/j.aquaculture.2015.05.033
[39]
张建明, 郭柏福, 高勇. 中华鲟幼鱼对慢性拥挤胁迫的生长、摄食及行为反应[J]. 中国水产科学, 2013, 20(3): 592-598.
[40]
SAHIN K, YAZLAK H, ORHAN C, et al. The effect of lycopene on antioxidant status in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) reared under high stocking density[J]. Aquaculture, 2014, 418-419: 132-138. DOI:10.1016/j.aquaculture.2013.10.009
[41]
ANDRADE T, AFONSO A, PÉREZ-JIMÉNEZ A, et al. Evaluation of different stocking densities in a Senegalese sole (Solea senegalensis) farm:implications for growth, humoral immune parameters and oxidative status[J]. Aquaculture, 2015, 438: 6-11. DOI:10.1016/j.aquaculture.2014.12.034
[42]
PAPOUTSOGLOU S E, TZIHA G, VRETTOS X, et al. Effects of stocking density on behavior and growth rate of European sea bass (Dicentrarchus labrax) juveniles reared in a closed circulated system[J]. Aquacultural Engineering, 1998, 18(2): 135-144. DOI:10.1016/S0144-8609(98)00027-2
[43]
VIJAYAN M M, BALLANTYNE J S, LEATHERLAND J F. High stocking density alters the energy metabolism of brook charr, Salvelinus fontinali[J]. Aquaculture, 1990, 88(3/4): 371-381.
[44]
BLACKBURN J, CLARKE W C. Lack of density effect on growth and smolt quality in zero-age Coho salmon[J]. Aquacultural Engineering, 1990, 9(2): 121-130. DOI:10.1016/0144-8609(90)90015-R
[45]
POSTON H A, WILLIAMS R C. Interrelations of oxygen concentration, fish density, and performance of Atlantic salmon in an ozonated water reuse system[J]. The Progressive Fish-Culturist, 1988, 50(2): 69-76. DOI:10.1577/1548-8640(1988)050<0069:IOOCFD>2.3.CO;2
[46]
程佳佳, 李吉方, 温海深, 等. 养殖密度对杂交鲟幼鱼生长、肌肉组分和血液生理生化指标的影响[J]. 中国水产科学, 2015, 22(3): 433-441.
[47]
NI M, WEN H S, LI J F, et al. The physiological performance and immune responses of juvenile Amur sturgeon (Acipenser schrenckii) to stocking density and hypoxia stress[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2014, 36(2): 325-335.
[48]
韩宇田.丙氨酰-谷氨酰胺对不同养殖密度建鲤生长、免疫和抗应激的影响[D].硕士学位论文.长春: 吉林农业大学, 2013: 2-8.
[49]
杨奇慧, 周歧存, 谭北平, 等. 谷氨酰胺对杂交罗非鱼生长、饲料利用及抗病力的影响[J]. 中国水产科学, 2008, 15(6): 1017-1023.
[50]
POHLENZ C, BUENTELLO A, CRISCITIELLO M F, et al. Synergies between vaccination and dietary arginine and glutamine supplementation improve the immune response of channel catfish against Edwardsiella ictaluri[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2012, 33(3): 543-551.
[51]
MING J H, YE J Y, ZHANG Y X, et al. Effects of dietary reduced glutathione on growth performance, non-specific immunity, antioxidant capacity and expression levels of IGF-Ⅰ and HSP70 mRNA of grass carp (Ctenopharyngodon idella)[J]. Aquaculture, 2015, 438: 39-46. DOI:10.1016/j.aquaculture.2014.12.038
[52]
CHOW A, ZHANG R P. Glutamine reduces heat shock induced cell death in rat intestinal epithelial cells[J]. Journal of Nutrition, 1998, 128(8): 1296-1301. DOI:10.1093/jn/128.8.1296
[53]
FVRST P, POGAN K, STEHLE P. Glutamine dipeptides in clinical nutrition[J]. Nutrition, 1997, 13(7/8): 731-737.
[54]
麦康森. 水产动物营养与饲料学[M]. 2版. 北京: 中国农业出版社, 2016.
[55]
ZUO R T, AI Q H, MAI K S, et al. Effects of dietary n-3 highly unsaturated fatty acids on growth, nonspecific immunity, expression of some immune related genes and disease resistance of large yellow croaker (Larmichthys crocea) following natural infestation of parasites (Cryptocaryon irritans)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2012, 32(2): 249-258.
[56]
KOVEN W, BARR Y, LUTZKY S, et al. The effect of dietary arachidonic acid (20 : 4n-6) on growth, survival and resistance to handling stress in gilthead seabream (Sparus aurata) larvae[J]. Aquaculture, 2001, 193(1/2): 107-122.
[57]
REZVANFAR M A, REZVANFAR M A, SHAHVERDI A R, et al. Protection of cisplatin- induced spermatotoxicity, DNA damage and chromatin abnormality by selenium nano-particles[J]. Toxicology and Applied Pharmacology, 2013, 266(3): 356-365. DOI:10.1016/j.taap.2012.11.025
[58]
RIDER S A, DAVIES S J, JHA A N, et al. Supra-nutritional dietary intake of selenite and selenium yeast in normal and stressed rainbow trout (Oncorhynchus mykiss):implications on selenium status and health responses[J]. Aquaculture, 2009, 295(3/4): 282-291.
[59]
ASHOURI S, KEYVANSHOKOOH S, SALATI A P, et al. Effects of different levels of dietary selenium nanoparticles on growth performance, muscle composition, blood biochemical profiles and antioxidant status of common carp (Cyprinus carpio)[J]. Aquaculture, 2015, 446: 25-29. DOI:10.1016/j.aquaculture.2015.04.021
[60]
MERCHIE G, LAVENS P, SORGELOOS P. Optimization of dietary vitamin C in fish and crustacean larvae:a review[J]. Aquaculture, 1997, 155(1/2/3/4): 165-181.
[61]
明建华, 谢骏, 徐跑, 等. 大黄素、维生素C及其配伍对团头鲂抗拥挤胁迫的影响[J]. 水生生物学报, 2011, 35(3): 400-413.
[62]
DE MENEZES G C, TAVARES-DIAS M, ONO E A, et al. The influence of dietary vitamin C and E supplementation on the physiological response of pirarucu, Arapaima gigas, in net culture[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular & Integrative Physiology, 2006, 145(2): 274-279.
[63]
KITABCHI A E. Ascorbic acid in steroidogenesis[J]. Nature, 1967, 215(5108): 1385-1386. DOI:10.1038/2151385a0
[64]
JOHNSTON W L, MACDONALD E, HILTON J W. Relationships between dietary ascorbic acid status and deficiency, weight gain and brain neurotransmitter levels in juvenile rainbow trout, Salmo gairdneri[J]. Fish Physiology and Biochemistry, 1989, 6(6): 353-365. DOI:10.1007/BF01875605
[65]
DABROWSKI K, MATUSIEWICZ M, BLOM J H. Hydrolysis, absorption and bioavailability of ascorbic acid esters in fish[J]. Aquaculture, 1994, 124(1/2/3/4): 169-192.
[66]
JENEY G, GALEOTTI M, VOLPATTI D, et al. Prevention of stress in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) fed diets containing different doses of glucan[J]. Aquaculture, 1997, 154(1): 1-15. DOI:10.1016/S0044-8486(97)00042-2
[67]
XIE J, LIU B, ZHOU Q L, et al. Effects of anthraquinone extract from rhubarb Rheum officinale Bail on the crowding stress response and growth of common carp Cyprinus carpio var. Jian[J]. Aquaculture, 2008, 281(1/2/3/4): 5-11.
[68]
田芊芊, 胡毅, 毛盼, 等. 低鱼粉饲料中添加牛磺酸对青鱼幼鱼生长、肠道修复及抗急性拥挤胁迫的影响[J]. 水产学报, 2016, 40(9): 1330-1339.
[69]
KESARCODI-WATSON A, KASPAR H, LATEGAN M J, et al. Probiotics in aquaculture:the need, principles and mechanisms of action and screening processes[J]. Aquaculture, 2008, 274(1): 1-14.
[70]
TAPIA-PANIAGUA S, VIDAL S, LOBO C, et al. The treatment with the probiotic Shewanella putrefaciens Pdp11 of specimens of Solea senegalensis exposed to high stocking densities to enhance their resistance to disease[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2014, 41(2): 209-221.
[71]
PÉREZ-SÁNCHEZ T, RUIZ-ZARZUELA I, DE BLAS I, et al. Probiotics in aquaculture:a current assessment[J]. Reviews in Aquaculture, 2014, 6(3): 133-146.
[72]
HOSEINIFAR S H, RINGØ E, MASOULEH A S, et al. Probiotic, prebiotic and synbiotic supplements in sturgeon aquaculture:a review[J]. Reviews in Aquaculture, 2016, 8(1): 89-102.