动物营养学报    2019, Vol. 31 Issue (7): 3004-3008    PDF    
循环外泌体在酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱中的生理作用
黄莹莹 , 刘蕾红 , 吴金节 , 李玉     
安徽农业大学动物科技学院, 合肥 230036
摘要: 奶牛酮病是由能量负平衡引起的,是围产期常见代谢紊乱性疾病。外泌体是含有膜蛋白、封闭胞质蛋白和RNA的磷脂双分子层的膜泡,可以传递信息并调节机体细胞的生理状态。本文就循环外泌体对奶牛肝脏脂代谢的影响、对腺苷酸活化蛋白激酶α/沉默信息调节因子1(AMPKα/SIRT1)通路的调节作用,以及作为酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱诊断标志物的研究现状进行综述,有助于探究奶牛循环外泌体对酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱的修复效果和作用机制,为寻找合适的酮病靶向治疗药物提供理论和实践依据。
关键词: 奶牛    酮病    循环外泌体    肝脏脂代谢紊乱    
Physiological Role of Circulating Exosomes on Hepatic Lipid Metabolism Disorder in Ketosis Dairy Cows
HUANG Yingying , LIU Leihong , WU Jinjie , LI Yu     
College of Animal Science and Technology, Anhui Agricultural University, Hefei 230036, China
Abstract: Dairy cows ketosis is caused by negative energy balance and is a common metabolic disorder in perinatal period. The exosomes are a class of vesicles containing membrane proteins, blocked cytoplasmic proteins and RNA, which can transmit information to regulate the physiological state of the body cells. This article reviewed that circulating exosomes exert an influence on liver lipid metabolism in dairy cows, regulate adenosine 5'-monophosphate-activated protein kinase α/silencing signal regulator 1 (AMPKα-SIRT1) pathway, and act as diagnostic markers for hepatic lipid metabolism disorders in ketosis cows. To sum up, this review of the current research status is helpful to explore the repairing effect and mechanism of circulating exosomes on hepatic lipid metabolism disorder in ketosis cows, and provides theoretical and practical basis for finding suitable targeted drugs for ketosis.
Key words: dairy cows    ketosis    circulating exosomes    hepatic lipid metabolism disorder    

酮病奶牛存在高浓度非酯化脂肪酸(nonestesterified fatty acid,NEFA)、β-羟丁酸(β-hydroxybutyric acid,BHBA)和肝脏脂代谢紊乱,常伴随免疫功能紊乱、肝脂沉积和炎性因子上调等并发症,且酮病奶牛患真胃变位、子宫炎和跛足的概率会大幅增加,造成奶牛因奶产量和生产性能降低而被过早淘汰,影响经济效益[1]。肝脏是酮病的主要作用器官,由肝细胞、实质细胞、自然杀伤细胞、T细胞和B细胞等多种细胞组成,通过细胞间的协同作用共同维持机体的健康。而循环外泌体在细胞间的信息传递是这些细胞发挥共同作用的有效机制之一,以此协调多种细胞功能,共同维持内环境稳定。因此,研究循环外泌体在细胞间信息传递的分子机制,对于全面了解、掌握各种肝脏疾病的发生发展机制,以及寻找合适的治疗靶点具有重要意义。本文就奶牛循环外泌体在酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱中的作用进行了综述。

1 概述

细胞质膜以出芽的方式形成并释放外泌体,粒径大小为30~150 nm。外泌体是含有膜蛋白、封闭胞质蛋白和RNA的磷脂双分子层的膜泡,通过受体-配体相互作用、内吞作用或者膜融合的方式将内容物投递到特异靶定受体细胞,以调节受体细胞的生理状态[2-4]。几乎所有的细胞都可以释放外泌体,但不同组织细胞释放出携带不同内含物的外泌体,可参与邻近细胞和远距离细胞间的信息调控而发挥不同的生物学功能。在远距离信息传递过程中,外泌体可透过毛细血管进入全身血液循环成为循环外泌体从而作用于靶细胞,其携带的蛋白质和RNA可介导代谢通路靶向调控受体细胞的功能。有研究表明,脂肪细胞产生的外泌体可诱导肝细胞转化生长因子β(transforming growth factor-β,TGF-β)通路失调,为研究非酒精性脂肪肝病的发病机理提供了新思路[5]。此外,肝细胞产生的外泌体可通过鞘氨醇-1-磷酸(sphingosine-1-phosphate,S1P)介导肝脏修复和再生[6]。而Toll样受体3(toll-like receptors,TLR3)激活的巨噬细胞可通过其分泌的外泌体赋予肝细胞抗丙型肝炎病毒(hepatitis c virus,HCV)的活性[7]。体内环境中,循环外泌体成分多样,其刺激细胞的情况复杂,往往是由全身多种功能相关的组织和细胞分泌的外泌体共同作用,改变细胞的代谢状态和生物活性。因此,深入研究循环外泌体对围产期奶牛酮病的作用与影响的机制和机理,将为进一步认识和治疗奶牛酮病提供新思路,为全面掌握围产期酮病奶牛生理状态和发病机制提供支撑。

2 循环外泌体参与肝脏脂代谢紊乱的生理作用 2.1 循环外泌体对肝脏脂代谢的影响

肝脏是重要的代谢器官,在糖类、脂类和蛋白质等代谢过程中发挥着重要的作用。外泌体是一种包含mRNA、miRNA和蛋白质的膜泡,可作为不同组织或者血管性疾病信息交流的介质[8]。肥胖个体内脏脂肪组织产生的外泌体可能会通过诱导TGF-β通路失调,引起非酒精性脂肪肝疾病的发生发展[5]。已有研究证明,小鼠脂肪组织产生的外泌体注射到ob/ob或高脂饮食诱导的肥胖模型小鼠中,均可激活巨噬细胞,引起伴随肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor,TNF-α)和白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6)分泌量上升的慢性炎症和脂肪肝代谢紊乱性疾病。当注射到正常野生型小鼠体内则可引起胰岛素抵抗的发生,并降低葡萄糖耐受水平,这说明脂肪组织产生的外泌体可以通过血液循环作用于终端靶器官或靶细胞,通过引起细胞信号通路失调,诱发肥胖相关并发症[5, 9-10]。Lee等[11]研究表明,棕榈酸处理后的肝细胞所分泌的外泌体含量升高,原因可能是棕榈酸导致了肝细胞脂肪的积累。Nojima等[6]研究表明,在体内或体外试验中,肝细胞自身产生的外泌体都可以促进细胞增殖。已有多个研究证明,循环外泌体相关的miRNA与肝脏脂代谢有关。其中,由肝细胞合成的miRNA-122在脂类和胆固醇代谢过程中发挥着重要的作用[12],脂肪来源的外泌体通过远距离输送特定的miRNA来改善肝脏环境,减缓相关慢性疾病的进展[13]。另有研究证明,脂肪细胞产生的外泌体参与了脂代谢、胰岛素抵抗、血管生成和免疫调节等相关疾病发生发展过程[14]。且奶牛酮病和肝脏脂代谢紊乱有着密切的联系,以上研究结果推测,循环外泌体中所含有的功能相关的内脏组织产生的外泌体对肝脏脂代谢有着重要影响。

2.2 循环外泌体对酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱相关的腺苷酸活化蛋白激酶α/沉默信息调节因子1(AMPKα/SIRT1)通路的调节作用

腺苷酸活化蛋白激酶(AMPK)是一种关键的细胞能量感受器,可以调节生物体内的能量代谢平衡。临床研究表明,AMPKα通过对激素或营养信号做出相应的反应,在调节肝脏脂代谢的过程中起着关键作用,可能是代谢综合征的重要治疗靶点[15-17]。AMPKα能通过增加细胞内烟酰胺腺嘌呤二核苷酸(nicotinamide adenine dinucleotide,NAD+)水平增强SIRT1的生物活性,从而导致包括过氧化物酶激活受体γ(peroxisomeproliferators-activated receptorγ,PPARγ)等在内的SIRT1下游靶标的脱乙酰基和调制[18]。应用间充质干细胞产生的外泌体处理暴露于过氧化氢(H2O2)中12 h的大鼠H9C2心肌细胞,检测信号通路相关蛋白质发现,细胞可以通过AMPK/哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mammalian target of rapamycin,mTOR)途径增强自噬以减弱心肌血再灌注损伤动物模型中的心肌重塑,挽救心肌损伤,所以循环外泌体可以通过介导AMPK通路强化细胞自噬[19]。另一研究发现循环外泌体中的miRNA-486可以通过靶向SIRT1调节低氧诱导的红白血病细胞的分化[20]。且有研究表明,AMPKα/SIRT1信号通路在奶牛脂肪组织脂代谢中起着重要的调控作用[21]。综上,循环外泌体miRNA可通过靶向调控AMPKα/SIRT1信号通路,调节酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱。

3 循环外泌体可作为酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱诊断的标志物

国内外对奶牛循环外泌体的报道,主要集中在蛋白质组学分析和miRNA组学分析,并将组间特异性的蛋白质和miRNA作为生物标志物,如外泌体成分特异性可代表奶牛的代谢状态和生育表型等[22-23]。循环外泌体在肝脏疾病中的作用是近阶段新兴的领域,该领域主要研究肝病患者肝脏产生的外泌体可用作肝脏生理和病理状态的反应,与其他器官之间的信息交流方式,疾病诊断、预后的生物标志物以及潜在的靶向治疗药物载体[24-25]。目前临床上监测肝病严重程度、进展和治疗功效的唯一有效方法是肝组织活检,但其操作过程中对动物机体有一定的损伤。循环外泌体普遍存在于全身循环系统中,含有多种反映细胞功能和状态的蛋白质、RNA和miRNA,且随着机体代谢状态的改变其内容物成分、含量和功能也发生相应变化,因此将循环外泌体应用于肝脏疾病的诊断、治疗和预后成为科学前沿的热点话题。循环外泌体中miRNA和蛋白质(miRNA-122、miRNA-155、miRNA-146a、miRNA-18a和miRNA-125b)可用于指示肝细胞损伤及酒精、药物和炎症等引起的肝脏疾病[26]。其中miRNA-122是肝脏疾病中最常被发现和研究最透彻的miRNA。已知经酒精处理的人和鼠肝细胞分泌的外泌体中miRNA-122大量表达,并转移至单核细胞,抑制血红素氧合酶-1(HO-1)通路,增加了促炎性细胞因子的水平[27]。此外,Povero等[28]从高脂饮食诱导的非酒精性脂肪肝小鼠体内分离到的循环外泌体中,发现模型组小鼠的循环外泌体所携带的蛋白质不同于对照组,血液miRNA-122和miRNA-192的含量升高,肝脏miRNA-122和miRNA-192的含量降低,结果表明miRNA可能是反映脂肪肝疾病形成的预测指标。miRNA在肝脏病理诊断中具有重要作用,但对不同疾病来源类型引起的肝病同一种miRNA的表达量是有差异的。在以奶牛为试验动物的研究中,检测到健康奶牛血浆和循环外泌体miRNA组在数量、类型和表达上存在差异,功能分析表明二者可能反映奶牛生理和病理状态的不同方面,血清中特有的且高表达的miRNA主要与疾病和紊乱有关,而外泌体中则主要与组织发育和脂质代谢有关,因此血浆适用于检测炎症,而循环外泌体则用于检测肌肉发育和脂代谢状态[29]。泌乳早期的奶牛,循环外泌体包含能够表征肝脏组织代谢状态的蛋白质,从而参与奶牛生理状态的调节[23]。而且,循环外泌体在血液中以远程的方式传递细胞间信息,如间充质干细胞来源的外泌体可以减轻急性肝衰竭[30]。这进一步说明循环外泌体可作为诊断酮病奶牛肝脏脂代谢紊乱的潜在标志物。

4 小结

循环外泌体蛋白可以表征酒精性和非酒精性等不同类型的肝病,miRNA可以调节细胞内AMPKSIRT1等基因,提高细胞增殖活性,改善细胞代谢紊乱,促进组织修复。循环外泌体在细胞间的信息传递是这些细胞发挥共同作用的有效机制之一,以此协调多种细胞功能,共同维持内环境稳定。循环外泌体作为一个新兴的研究领域,在奶牛肝脏疾病的探索上具有广阔的研究前景,因此深入研究循环外泌体调节酮病奶牛肝脏疾病的作用机制,将会为寻找合适的靶向治疗药物提供理论和实践依据。

参考文献
[1]
VIÑA C, FOUZ R, CAMINO F, et al. Study on some risk factors and effects of bovine ketosis on dairy cows from the Galicia region (Spain)[J]. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition, 2017, 101(5): 835-845. DOI:10.1111/jpn.2017.101.issue-5
[2]
MARQUÉS-GARCÍA F, ISIDORO-GARCÍA M. Protocols for exosome isolation and RNA profiling[J]. Methods in Molecular Biology, 2016, 1434: 153-167. DOI:10.1007/978-1-4939-3652-6
[3]
TKACH M, THÉRY C. Communication by extracellular vesicles:where we are and where we need to go[J]. Cell, 2016, 164(6): 1226-1232. DOI:10.1016/j.cell.2016.01.043
[4]
THÉRY C, ZITVOGEL L, AMIGORENA S. Exosomes:composition, biogenesis and function[J]. Nature Reviews Immunology, 2002, 2(8): 569-579. DOI:10.1038/nri855
[5]
KOECK E S, IORDANSKAIA T, SEVILLA S, et al. Adipocyte exosomes induce transforming growth factor beta pathway dysregulation in hepatocytes:a novel paradigm for obesity-related liver disease[J]. Journal of Surgical Research, 2014, 192(2): 268-275. DOI:10.1016/j.jss.2014.06.050
[6]
NOJIMA H, FREEMAN C M, SCHUSTER R M, et al. Hepatocyte exosomes mediate liver repair and regeneration via sphingosine-1-phosphate[J]. Journal of Hepatology, 2016, 64(1): 60-68. DOI:10.1016/j.jhep.2015.07.030
[7]
ZHOU Y, WANG X, SUN L, et al. Toll-like receptor 3-activated macrophages confer anti-HCV activity to hepatocytes through exosomes[J]. The FASEB Journal, 2016, 30(12): 4132-4140. DOI:10.1096/fj.201600696R
[8]
HUBER H J, HOLVOET P. Exosomes:emerging roles in communication between blood cells and vascular tissues during atherosclerosis[J]. Current Opinion in Lipidology, 2015, 26(5): 412-419. DOI:10.1097/MOL.0000000000000214
[9]
DENG Z B, POLIAKOV A, HARDY R W, et al. Adipose tissue exosome-like vesicles mediate activation of macrophage-induced insulin resistance[J]. Diabetes, 2009, 58(11): 2498-2505. DOI:10.2337/db09-0216
[10]
FERRANTE S C, NADLER E P, PILLAI D K, et al. Adipocyte-derived exosomal miRNAs:a novel mechanism for obesity-related disease[J]. Pediatric Research, 2015, 77(3): 447-454. DOI:10.1038/pr.2014.202
[11]
LEE Y S, KIM S Y, KO E, et al. Exosomes derived from palmitic acid-treated hepatocytes induce fibrotic activation of hepatic stellate cells[J]. Scientific Reports, 2017, 7(1): 3710. DOI:10.1038/s41598-017-03389-2
[12]
LEWIS A P, JOPLING C L. Regulation and biological function of the liver-specific miR-122[J]. Biochemical Society Transactions, 2010, 38(6): 1553-1557. DOI:10.1042/BST0381553
[13]
BARANOVA A, MALTSEVA D, TONEVITSKY A. Adipose may actively delay progression of NAFLD by releasing tumor-suppressing, anti-fibrotic miR-122 into circulation[J]. Obesity Reviews, 2019, 20(1): 108-118. DOI:10.1111/obr.v20.1
[14]
ZHANG Y, YU M, TIAN W D. Physiological and pathological impact of exosomes of adipose tissue[J]. Cell Proliferation, 2016, 49(1): 3-13. DOI:10.1111/cpr.2016.49.issue-1
[15]
HARDIE D G. The AMP-activated protein kinase cascade:the key sensor of cellular energy status[J]. Endocrinology, 2003, 144(12): 5179-5183. DOI:10.1210/en.2003-0982
[16]
VIOLLET B, FORETZ M, GUIGAS B, et al. Activation of AMP-activated protein kinase in the liver:a new strategy for the management of metabolic hepatic disorders[J]. The Journal of Physiology, 2006, 574(1): 41-53. DOI:10.1113/jphysiol.2006.108506
[17]
LONG Y C, ZIERATH J R. AMP-activated protein kinase signaling in metabolic regulation[J]. The Journal of Clinical Investigation, 2006, 116(7): 1776-1783. DOI:10.1172/JCI29044
[18]
CANTÍ C, GERHART-HINES Z, FEIGE J N, et al. AMPK regulates energy expenditure by modulating NAD+ metabolism and SIRT1 activity[J]. Nature, 2009, 458(7241): 1056-1060.
[19]
LIU L, JIN X, HU C F, et al. Exosomes derived from mesenchymal stem cells rescue myocardial ischaemia/reperfusion injury by inducing cardiomyocyte autophagy via AMPK and Akt pathways[J]. Cellular Physiology and Biochemistry, 2017, 43(1): 52-68. DOI:10.1159/000480317
[20]
SARAKUL O, VATTANAVIBOON P, TANAKA Y, et al. Enhanced erythroid cell differentiation in hypoxic condition is in part contributed by miR-210[J]. Blood Cells, Molecules, and Diseases, 2013, 51(2): 98-103. DOI:10.1016/j.bcmd.2013.03.005
[21]
明鹏飞, 黄莹莹, 董妍丽, 等. LKB1-AMPKα-SIRT1信号通路在奶牛脂肪组织脂代谢中的调控作用[J]. 生物技术通报, 2019, 35(2): 176-181.
[22]
CROOKENDEN M A, WALKER C G, PEIRIS H, et al. Short communication:proteins from circulating exosomes represent metabolic state in transition dairy cows[J]. Journal of Dairy Science, 2016, 99(9): 7661-7668. DOI:10.3168/jds.2015-10786
[23]
MITCHELL M D, SCHOLZ-ROMERO K, REED S, et al. Plasma exosome profiles from dairy cows with divergent fertility phenotypes[J]. Journal of Dairy Science, 2016, 99(9): 7590-7601. DOI:10.3168/jds.2016-11060
[24]
KORNEK M, SCHUPPAN D. Microparticles:modulators and biomarkers of liver disease[J]. Journal of Hepatology, 2012, 57(5): 1144-1146. DOI:10.1016/j.jhep.2012.07.029
[25]
LEMOINNE S, THABUT D, HOUSSET C, et al. The emerging roles of microvesicles in liver diseases[J]. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology, 2014, 11(6): 350-361.
[26]
BALA S, PETRASEK J, MUNDKUR S, et al. Circulating microRNAs in exosomes indicate hepatocyte injury and inflammation in alcoholic, drug-induced, and inflammatory liver diseases[J]. Hepatology, 2012, 56(5): 1946-1957. DOI:10.1002/hep.25873
[27]
MOMEN-HERAVI F, BALA S, KODYS K, et al. Exosomes derived from alcohol-treated hepatocytes horizontally transfer liver specific miRNA-122 and sensitize monocytes to LPS[J]. Scientific Reports, 2015, 5: 9991. DOI:10.1038/srep09991
[28]
POVERO D, EGUCHI A, LI H Y, et al. Circulating extracellular vesicles with specific proteome and liver microRNAs are potential biomarkers for liver injury in experimental fatty liver disease[J]. PLoS One, 2014, 9(12): e113651. DOI:10.1371/journal.pone.0113651
[29]
ZHAO K, LIANG G X, SUN X, et al. Comparative miRNAome analysis revealed different miRNA expression profiles in bovine sera and exosomes[J]. BMC Genomics, 2016, 17(1): 630. DOI:10.1186/s12864-016-2962-1
[30]
LIU Y N, LOU G H, LI A C, et al. AMSC-derived exosomes alleviate lipopolysaccharide/D-galactosamine-induced acute liver failure by miR-17-mediated reduction of TXNIP/NLRP3 inflammasome activation in macrophages[J]. EBioMedicine, 2018, 36: 140-150. DOI:10.1016/j.ebiom.2018.08.054