2. 内蒙古农业大学食品科学与 工程学院, 呼和浩特 010018;
3. 内蒙古农业大学兽医学院, 呼和浩特 010018
2. College of Food Science and Engineering, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China;
3. College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China
自然放牧条件下,由于季节和植被的变化,蒙古羔羊的营养摄取在营养组成比例,营养水平等方面是不均衡的,直接影响到羔羊的营养物质的绝对采食量,因此,在羔羊生长发育上存在着冬春受限,夏秋补偿的基本规律。为揭示上述营养摄取上的不均衡与生长受限及补偿之间的关系机理,本研究以动物营养代谢的重要器官——肝脏为目标。肝脏生长包括细胞的增殖(数量增多)和增肥(体积增大),营养水平对动物肝脏的生长发育有不同程度的影响[1, 2, 3]。Gómez-Pastén等[4]发现通过9个月的饲粮采食量限饲,成年母山羊肝脏组织蛋白质浓度以及蛋白质浓度与DNA浓度的比值(蛋白质∶ DNA)下降,而DNA浓度增加。营养物质可以通过调节机体内生长轴相关激素及其受体基因表达影响动物的生长。肝脏中生长激素受体(GHR)、类胰岛素生长因子Ⅰ(IGF-Ⅰ)、类胰岛素生长因子Ⅱ(IGF-Ⅱ)等是内分泌生长轴的重要组成部分,是营养限制与补偿过程中肝脏代谢变化的重要调节因子[5, 6 7]。杨美霞[8]研究了饲粮营养水平对妊娠母羊肝脏IGF-Ⅰ基因表达量的影响,发现0.20 MJ/(kg W0.75·d)的代谢能水平限饲,肝脏IGF-Ⅰ基因表达量极显著低于自由采食。牧区饲养由于理论指导较少,冬春季节经常单独补添单一饲粮,导致蛋白质能量不平衡。饲粮的这种不平衡是否影响蒙古羔羊的补偿生长及补偿后的恢复程度有待进一步研究。因此,本研究模拟内蒙古牧区草场饲养条件,对蒙古羔羊进行能氮限饲与补偿,研究其对肝脏重量、肝细胞增殖和增肥以及GHR、IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ基因表达量的影响,以期揭示蒙古羔羊补偿生长中肝脏代谢调控机理,为蒙古羔羊科学合理的饲养提供基础理论数据。
选择内蒙古地区平均体重为(14.72±1.10) kg、体况中等的3月龄蒙古羔羊80只,随机分为4组,饲粮营养水平的设定参照文献[9],对照组(平衡饲粮,设计目的为日增重150 g)、蛋白质限饲组(PR组,与对照组饲粮相比低氮)、能量限饲组(ER组,与对照组饲粮相比低能)、蛋白质能量双重限饲组(BR组,与对照组饲粮相比低氮低能,为维持需要的1.1倍),限饲期(60 d)内各组分别饲喂粗蛋白质(CP)为15.08%、9.24%、15.01%和6.27%,对应代谢能(ME)为10.61、10.49、8.36和8.10 MJ/kg的饲粮。之后的90 d补偿期,各组均饲喂相同营养水平(CP为12.48%,ME为9.77 MJ/kg)的饲粮。整个试验期试验羊采用单槽饲喂,自由采食及饮水,每天记录采食量,每周称重1次。各试验期饲粮组成及营养水平见表1。
60 d的限饲期结束后,从每组随机选取接近各组平均体重的4只羔羊进行屠宰,其余羔羊经90 d补偿期后,每组再选择4只接近各组平均体重的羔羊屠宰。每次屠宰后取其肝脏,取5~10 g样品超低温冻存用于检测DNA和蛋白质浓度。取0.2~0.3 g分别存于无酶无菌冻存管中加入RNA store溶液,4 ℃过夜后倒掉保护液,样品-80 ℃保存用于提取总RNA。
标准蛋白质溶液、考马斯亮蓝G-250染料试剂(美国Sigma公司)、Hoechst 33258荧光染料(美国Sigma公司)、组织匀浆液、小牛胸腺DNA(美国Sigma公司)溶液、总RNA提取试剂盒(康为世纪公司)、DNA分子质量标准(大连宝生物公司)、反转录试剂盒(日本TaKaRa公司)、SYBR Green PCR Master Mix(日本TaKaRa公司)等。
均质破碎仪(美国MP FastPrep公司)、ND-1000型微量紫外分光光度计(美国Gene公司)、实时定量PCR仪(美国ABI公司)、电泳仪(美国Bio-Rad公司)、凝胶成像仪(美国Gene Snap公司)等。
测定肝细胞中DNA和蛋白质的含量及浓度,DNA含量可作为细胞增殖的判定指标,蛋白质∶ DNA是判定细胞体积变化的指标,比值大说明 器官的生长主要是由于细胞体积增大(增肥)所致,比值小说明器官的生长主要是由于细胞数量增多(增殖)所致[10]。测定步骤参照高峰[11]的方法进行。
采用总RNA提取试剂盒提取肝脏组织的总RNA,总RNA经微量紫外分光光度计测定260和280 nm下的吸光度值(OD),用1.0%琼脂糖凝胶进行电泳(120 V,10 min),确定总RNA样品质量和浓度,以500 ng总RNA为模板,按照说明书合成cDNA第1链。在37 ℃条件下反应15 min,85 ℃孵育5 s。反应体系为:5×buffer mix 3 μL,酶0.75 μL,随机引物0.75 μL,Oligo-dT 0.75 μL,RNase-free水8.25 μL,总RNA 1.5 μL,总体积15 μL。得到的cDNA用于实时定量PCR检测。
以β2微球蛋白(β2m)为内参基因,引物参照French等[12]和MacLaughlin等[13]的报道,序列及参数见表2。引物均由大连宝生物公司合成。
![]() | 表1 各试验期饲粮组成及营养水平(风干基础) Table 1 Composition and nutrient levels of diets in different trial periods (air-dry basis) % |
![]() | 表2 β2m、GHR、IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ基因引物序列及参数 Table 2 Sequences and parameters of primers for β2m, GHR, IGF-Ⅰand IGF-Ⅱgenes |
实时定量PCR反应体系为10 μL,SYBR PreMix DimerEraser (2×) 5 μL,上、下游引物各0.6 μL,ROX 0.2 μL,cDNA模板1 μL,补充双蒸水至10 μL。每个样本重复3次。经优化反应条件,最终设置如下:95 ℃ 30 s(预变性),激活耐热性DNA聚合酶后进入循环;95 ℃ 5 s(变性),55 ℃ 30 s,72 ℃ 30 s(延伸),重复40个循环。设置在延伸阶段收集信号。每个反应的熔解曲线用于检验基因的特异性和是否存在引物二聚体。经7500 System Software (SDS1.2)分析可得到基因的循环阈值(Ct),根据2-△△CT方法对基因表达进行相对定量[14, 15]。
数据采用SAS 9.0一般线性模型统计分析,采用Duncan氏法进行多重比较。
由表3可知,经过60 d不同能氮水平饲粮的营养限饲后,3个限饲组羔羊的肝脏重量有不同程度的受限,PR组肝脏重量与对照组差异不显著(P>0.05),ER组(P<0.05)、BR组(P<0.01)显著或极显著低于对照组。PR组(P<0.05)、ER组(P<0.05)和BR组(P<0.01)肝脏DNA含量显著或极显著低于对照组,PR组(P<0.05)和BR组(P<0.01)肝细胞DNA浓度显著或极显著低于对照组,ER组与对照组差异不显著(P>0.05)。PR组和ER组肝细胞蛋白质浓度与对照组差异不显著(P>0.05),BR组显著低于对照组(P<0.05),PR组、ER组和BR组的蛋白质∶ DNA与对照组没有显著差异(P>0.05),说明肝脏每个细胞体积变化不大。
![]() | 表3 饲粮能氮限饲对蒙古羔羊肝脏重量、肝细胞增殖和增肥的影响(鲜重基础) Table 3 Effects of energy and nitrogen restriction on liver weight and liver cell proliferation and expansion of Mongolian lambs (fresh weight basis) |
由表4可知,经过90 d饲粮能氮补偿,各限饲组羔羊的肝脏重量都得到了完全补偿生长,各组肝脏重量差异不显著(P>0.05)。PR组、ER组和BR组肝脏DNA含量、肝细胞DNA浓度、肝细胞蛋白质浓度、蛋白质∶ DNA与对照组无显著差异(P>0.05),提示限饲组肝细胞增殖接近对照组水平。
所有总RNA样品用微量紫外分光光度计测定OD260 nm/OD280 nm,结果均在1.90~2.00范围内,说明总RNA纯度达到试验要求标准。总RNA电泳结果显示,样品均可见清晰的条带,没有引物二聚体,说明提取的总RNA是完整的,可用于下一步检测。
由表5可知,在限饲期结束后,3个限饲组羔羊肝脏GHR基因表达量与对照组相比均有降低趋势,但差异不显著(P>0.05),而各限饲组IGF-Ⅰ基因表达量均显著低于对照组(P<0.05)。BR组羔羊肝脏IGF-Ⅱ基因表达量显著低于对照组(P<0.05),PR组、ER组IGF-Ⅱ基因表达量极显著低于对照组(P<0.01)。
在补偿期结束后,3个限饲组羔羊肝脏GHR、IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ基因的表达量与对照组相比差异不显著(P>0.05),均恢复到了对照组水平,得到了有效的补偿。
![]() | 表4 饲粮能氮补偿对蒙古羔羊肝脏重量、肝细胞增殖和增肥的影响(鲜重基础)
Table 4 Effects of energy and nitrogen realimentation on liver weight and liver cell proliferation and expansion of Mongolian lambs (fresh weight basis)
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![]() | 表5 饲粮能氮限饲与补偿对蒙古羔羊肝脏GHR、IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ基因表达量的影响 Table 5 Effects of restriction and realimentation on energy and nitrogen on expression levels of GHR, IGF-Ⅰ and IGF-Ⅱ genes in liver of Mongolian lambs |
高峰[11]、齐景伟等[16]研究营养限饲与补偿对妊娠后期母羊及羔羊的影响时,设计为自由采食组、阈值水平组 以及低于阈值水平组 。其设计只考虑了同一种营养配比的饲粮不同饲喂量限饲与补偿对妊娠母羊的影响,而能量与蛋白质各自缺乏的情况没有阐述。内蒙古地区草原草场的实际生产中,冬春季节动物饲粮营养能氮比严重不平衡,本试验在前人研究基础上模拟草场条件,旨在研究饲粮能氮比极端不平衡条件下,蒙古羔羊经过补偿饲养能否恢复,比较蒙古羔羊饲粮中能氮比与营养水平的重要性。通过检测肝脏生长及内分泌激素基因表达量,以期指导科学应用营养水平的适宜值进行限饲。
本试验中,经过60 d不同能氮水平的限饲后,3个限饲组羔羊的肝脏组织表现出不同程度的生长受限,与对照组相比,PR组、ER组和BR组羔羊肝脏DNA含量均显著或极显著降低,蛋白质∶ DNA各组差异不显著,这说明3个限饲组的肝细胞数量低于对照组,细胞体积变化不大。提示肝细胞数量的减少是限饲期限饲组肝脏重量降低的主要原因。El Khattabi等[17]研究发现,妊娠母鼠以等能量低蛋白质饲粮饲喂后,降低了胎儿IGF-Ⅰ水平,进而抑制了出生后胎儿的肝脏生长和细胞增殖。Hyatt等[18]在母羊妊娠早期给予营养限饲,子代公羊肝脏增长受损,这可能是由于限饲营养后肝细胞有丝分裂和凋亡机制之间的不平衡导致。本试验中蛋白质限饲后肝脏重量有下降趋势,但没有显著性差异,而ER组、BR组肝脏重量显著降低。李东等[2]在同样的试验条件下研究发现,能量限饲后的羔羊体重大于蛋白质限饲和蛋白质能量双限,结合肝脏重量的数据得知,ER组羔羊肝脏重量的减轻主要是为了节省肝脏对营养物质的吸收,营养代谢物主要用于增加体重。BR组由于饲粮的适口性太差,降低采食量,所以肝脏生长情况受限最为严重。以上研究表明,早期的饲粮营养水平决定肝脏组织细胞分裂程度,进而影响肝脏重量。经过90 d的营养补偿,3个限饲组肝细胞DNA和蛋白质浓度恢复到对照组水平,证明营养水平的提高促进肝脏的补偿生长。
饲粮的营养水平直接影响着动物生长轴相关激素的表达,生长相关轴激素调控着动物机体的生长发育。本试验结果表明,不同能氮水平饲粮限饲后,3个限饲组肝脏中的GHR基因表达量均有下降趋势。表明肝脏GHR基因表达量与能氮水平密切相关。Radcliff等[19]以高营养饲粮饲喂犊牛,检测到肝脏中GHR1A和IGF-Ⅰ基因表达量显著升高,并指出肝脏中IGF-Ⅰ表达量的升高是由于高水平的GHR结合了血液中的生长激素(GH)。这从反面证明了饲粮中营养缺乏对GHR基因有下调作用。Brameld等[20]发现,在对猪肝细胞原代培养的培养基中去除葡萄糖40 h后,GHR基因的表达量显著下降,这一结果说明动物机体由于能量供给减少而降低了GHR基因的表达量。本试验中BR组GHR基因表达量与对照组差异不显著,但是略高于PR组、ER组。可能是动物机体在营养严重不足的情况下,会积极调动自身的补偿机制来抵御外界环境尽量降低对机体的不利影响。本课题组成员李俊良等[21]研究发现,同时降低饲粮能量和蛋白质供给水平后,羔羊血液中GH水平升高,这也验证了本试验饲粮能氮水平的缺乏,一定程度上抑制了肝脏中GHR基因的表达,没有足够的GHR与GH结合,会导致GH在血液中大量积累。3个限饲组与对照相比差异均不显著的原因之一是由于本试验饲粮供给营养没有降到使GHR产生明显变化的范围内。齐景伟等[16]在研究营养限饲与补偿对妊娠后期母羊肝脏中GHR基因的影响时也发现,以低于阈值水平的饲粮进行限饲,其肝脏中的GHR基因表达量极显著低于对照组,而以代谢能为0.33 MJ/(kg W0.75·d)的饲粮限饲,肝脏中的GHR基因表达量与对照组相比无显著差异。这些结果表明,不同营养限饲程度对GHR基因表达量影响不同。周其伟等[22]阐述了中国美利奴绵羊肝脏GHR基因表达量变化模式与日龄有关,具有一定的生长阶段差异,提示本试验在限饲期结束时其差异不显著还可能受日龄影响。
类胰岛素样生长因子(IGFs)主要有IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ,它们都属于多肽,分子结构与胰岛素相似。它能够诱导细胞分化,促进DNA合成和细胞分裂,从而导致蛋白质合成增加和生长速度加快。肝脏IGFs基因表达量部分与GHR的多少有关[19]。血液中的GH通过与靶器官上的GHR结合,由GHR介导将信号传入细胞内从而产生IGFs。在本试验限饲期结束时,PR组、ER组及BR组羔羊肝脏IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ基因表达量与对照组相比均显著降低,主要是由于肝脏中IGFs与饲粮营养水平呈正相关。前人研究证明,营养水平较差的饲粮可导致小鼠肝组织IGFs基因表达量下降[23]。在一定范围内,随饲粮赖氨酸水平的提高,肝脏IGF-Ⅰ基因表达量相应增加[24]。而在妊娠母鼠怀孕期间饲喂低蛋白质饲粮,通过调节其基因的甲基化降低肝脏IGF-Ⅱ基因表达量[25]。由此可见,降低动物饲粮中蛋白质水平,抑制了IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ基因表达量。结果中可以看出,限饲能量比限饲蛋白质对肝脏IGFs基因表达水平影响大,经证实,在能量代谢负平衡时,能量供应对维持IGF-Ⅰ基因水平的作用可能比蛋白质供应还重要些。只限饲饲粮蛋白质或能量水平,IGF-Ⅱ基因表达量受到抑制表现得尤为敏感,说明即使保证了蛋白质或能量的供给量,但是营养不平衡,同样会影响肝脏的代谢,从而影响IGFs基因的表达。本试验BR组羔羊肝脏IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ基因表达量显著低于对照组,但显著高于其他2个限饲组,这与GHR基因表达量在BR组高于PR组、ER组的结果一致。提示饲粮中严重营养不足引起肝脏应激反馈性调节相关基因的表达。徐永霞等[26]研究发现,饲粮中蛋白质能量同时限饲后,肝脏糖异生关键酶及蛋白质代谢相关酶活性加强。由此提示,本试验BR组肝脏通过调动IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ及其代谢关键酶的活性来抵御外界营养不足造成的负平衡状态,满足自身的维持需要。肝脏对不同能氮水平饲粮限饲之后的变化,主要是为了维持自身的代谢机制,适应性地应对环境变化。一旦饲粮营养得到补偿,肝脏的各种指标基本恢复到对照组水平。
在补偿生长阶段,动物体组织器官得到了充足的营养供给,加快了消化道细胞的合成代谢速率[1],更多的营养物质被高效的吸收转化,肝脏得到迅速增重。增重后的肝脏其表面的GHR基因表达量上升,加快结合限饲期血液中大量积累的GH[22],从而增加了IGF-Ⅰ、IGF-Ⅱ的合成,因此在补偿生长之后二者基因表达量恢复到对照组水平,IGF-Ⅰ进入血液循环,与类胰岛素生长因子结合蛋白(IGFBPs)结合后作用于靶器官,促进动物组织细胞的增殖和生长[27],提高了机体整体的生长速率[2]。
综合而言,不同能氮水平饲粮限饲蒙古羔羊后,肝细胞数量减少,导致肝脏重量下降,肝脏GHR基因表达量减少,下调了IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ基因的表达。饲粮营养水平的恢复,促进细胞增殖分化,肝脏重量得到有效补偿,生长轴相关激素及受体基因表达量也恢复到对照组水平。本试验条件下可知,饲粮中能量缺乏对蒙古羔羊肝脏生长发育的影响更大。
① 3月龄开始限饲的蒙古羔羊,限饲能量对肝脏生长发育的抑制强于限饲蛋白质,而蛋白质能量双重限饲造成的负面影响最大。
② 单独限饲能量或蛋白质羔羊肝脏中GHR、IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ基因表达量的下降幅度大于蛋白质能量双重限饲,提示蛋白质、能量严重不足可能会引起肝脏生长轴的应激性反应。
③ 经过饲粮能氮补偿,限饲影响的指标均恢复到与未限饲相同水平,表明牧区生产实践中可放宽饲粮能氮比,注重营养水平。
[1] | 李东,考桂兰,侯先志,王海荣.营养限饲和补偿对羔羊消化道器官质量的影响[J].饲料研究,2011(11):59-60.[本文引用:2] |
[2] | 李东,考桂兰,侯先志,王海荣,刘小刚,张崇志.营养限制和补偿对羔羊体质量和内脏质量的影响[J].饲料研究,2011(3):12-15.[本文引用:3] |
[3] | KAMALZADEH A,KOOPS W J,VAN BRUCHEM J,et al.Feed quality restriction and compensatory growth in growing sheep:development of body organs[J].Small Ruminant Research,1998,29:71-82.[本文引用:1] |
[4] | GÓMEZ-PASTÉN M,MORA O,PEDRAZA-CHAVERRI J,et al.The effect of a long term feed restriction on metabolism and tissue composition of goats[J].Agricultural Science,1999,132:227-232.[本文引用:1] |
[5] | KAMALZADEHL A,KOOPS W J,KIASAT A,et al.Effect of qualitative feed restriction and nitrogen retention energy metabolism sheep[J].South African Journal of Animal Science,2009,39(1):30-39.[本文引用:1] |
[6] | THISSEN J P,KETELSLEGERS J M,UNDER-WOOD L E.Nutritional regulation of the insulin-like growth factors[J].Endocrine Reviews,1994,15(1):80-101.[本文引用:1] |
[7] | BILAL T,KESER O,SERPEK B,et al.The Effects of dietary protein level on serum growth hormone,insulin-like growth factors and performance in Kivircik lambs[J].Medwell Journals,2008(7):1383-1386.[本文引用:1] |
[8] | 杨美霞.限饲及补偿生长对母羊器官组织中生长轴激素表达水平的影响.硕士学位论文.呼和浩特:内蒙古农业大学,2007.[本文引用:1] |
[9] | 内蒙古自治区技术监督局.细毛羊饲养标准DB15/T30—92[S]呼和浩特:内蒙古自治区技术监督局,1992.[本文引用:1] |
[10] | 刘小刚.营养限饲及补偿对羔羊内脏器官及血液中CD4+和CD8+ T淋巴细胞的影响.硕士学位论文.呼和浩特:内蒙古农业大学,2010.[本文引用:1] |
[11] | 高峰.妊娠后期限饲母羊对其胎儿生长发育及出生后羔羊补偿生长的影响.博士学位论文.呼和浩特:内蒙古农业大学,2006.[本文引用:2] |
[12] | FRENCH M C,LITTLEJOHN R P,GREER G J,et al.Growth hormone and ghrelin receptor genes are differentially expressed between genetically lean and fat selection lines of sheep[J].Animal Science,2006,84:324-331.[本文引用:1] |
[13] | MACLAUGHLIN S M,WALKER S K,KLEEMANN D O,et al.Impact of periconceptional undernutrition on adrenal growth and adrenal insulin-like growth factor and steroidogenic enzyme expression in the sheep fetus during early pregnancy[J].Endocrinology,2007,148(4):1911-1920.[本文引用:1] |
[14] | 余舜武,刘鸿艳,罗利军,等.利用不同实时定量PCR方法分析相对基因表达差异[J].作物学报,2007(7):1214-1218.[本文引用:1] |
[15] | LIVAK K J,SCHMITTGEN T D.Analysis of relative gene expression data using real time quantitative PCR and the 2-ΔΔCt method[J].Methods,2001,25(4):402-408.[本文引用:1] |
[16] | 齐景伟,侯先志,杨美霞,等.不同营养限饲水平限制饲养对妊娠期蒙古绵羊生长激素受体(GHR)mRNA表达水平的影响[J].黑龙江畜牧兽医,2007(3):4-6.[本文引用:2] |
[17] | EL KHATTABI I,GRÉGOIRE F,REMACLE C,et al.Isocaloric maternal low-protein diet alters IGF-Ⅰ,IGFBPs,and hepatocyte proliferation in the fetal rat[J].Endocrinology Metabolism,2003,285:E991-E1000.[本文引用:1] |
[18] | HYATT M A,GOPALAKRISHNAN G S,BISPHAM J,et al.Maternal nutrient restriction in early pregnancy programs hepatic mRNA expression of growth-related genes and liver size in adult male sheep[J].Endocrinology,2007,192:87-97.[本文引用:1] |
[19] | RADCLIFF R P,VANDEHAAR M J,KOBAYASHI Y,et al.Effect of dietary energy and somatotropin on components of the somatotropic axis in Holstein heifers[J].Journal of Dairy Science,2004,87(5):1229-1235.[本文引用:2] |
[20] | BRAMELD J M,GILMOUR R S,BUTTERY P J,et al.Glucose and amino acid interaction with hormone to control expression of insulin-like factor-1 and growth hormone receptor mRNA in cultured pig hepatocytes[J].The Journal of Nutrition,1999,129:1298-1306.[本文引用:1] |
[21] | 李俊良,侯先志,杨金丽,等.营养限制与补偿对蒙古羔羊体重和血液中生长相关激素的影响[J].饲料工业,2012,33(9):43-47.[本文引用:1] |
[22] | 周其伟,白春生,贾斌,等.中国美利奴绵羊肉用品系生长轴相关基因表达对其十二指肠发育的影响[J].黑龙江兽医学报,2010,41(8):967-973.[本文引用:2] |
[23] | MARTIN M A,SERRADAS P,RAMOS S,et al.Protein-caloric food restriction affects insulin-like growth factor system in fetal Wistar rat[J].Endocrinology,2005,146(3):1364-1371.[本文引用:1] |
[24] | 程胜利,李建升,冯瑞林,等.赖氨酸对绵羊肝脏和背最长肌中GHR和IGF-Ⅰ基因表达调控的影响[J].黑龙江畜牧兽医,2011(3):1-4.[本文引用:1] |
[25] | GONG L,PAN Y X,CHEN H,et al.Gestational low protein diet in the rat mediates IgF2 gene expression in male of spring via altered hepatic DNA methylation[J].Epigenetics,2010,5(7):619-626.[本文引用:1] |
[26] | 徐永霞,侯先志,杨金丽,等.营养限饲与补偿对蒙古育成羯羊肝脏关键酶活性的影响[J].动物营养学报,2012,24(7):1236-1245.[本文引用:1] |
[27] | 刘国庆,黄治国,刘振山,等.羔羊肝脏IGF-Ⅰ和IGF-ⅠR基因表达的发育性变化研究[J].中国农业科学,2006,39(12):2577-2581.[本文引用:1] |