糖脂代谢平衡是维持细胞或机体基本生命活动的基础。肥胖者由于脂肪细胞肥大，胰岛素受体减少常导致血糖和血脂代谢异常，进而引起糖尿病和脂肪肝等疾病的发生。机体通过神经调节、激素调节和分子调节共同维持糖脂代谢的长期平衡，其中神经系统对血糖和血脂浓度的调节主要是通过下丘脑和自主神经系统实现的。在这个过程中，增食欲素(orexin，OX)在中枢与外周组织中共同调节糖脂代谢和能量的利用，保证机体糖脂代谢的平衡。
增食欲素是Sakurai等[1]在1998年发现的一种神经肽，主要由下丘脑增食欲素神经元产生。当向大鼠脑室中注射这种神经肽，发现能够促进动物采食，因此把它命名为“增食欲素”。增食欲素神经肽主要包含增食欲素A(orexin-A，OXA)和增食欲素B(orexin-B，OXB)2种亚型。OXA和OXB由增食欲素原基因(preproorexin)表达得到[1]。目前，有关OXA对动物糖脂代谢调节的研究已有一些，本文拟就OXA调节糖脂代谢平衡的作用方式和机制作一综述，为研究动物糖脂代谢的长期平衡提供参考。
1 OXA及其受体的结构和特征 1.1 OXAOXA是一个33肽，主要是由位于丘脑侧部的神经元分泌。分泌OXA的这一区域包含25%的糖敏感神经元。OXA神经元主要是糖抑制神经元，即血糖升高会抑制OXA神经元的活性，血糖降低会减弱对OXA神经元活性的抑制[2]。OXA神经元能被外周组织中的营养物质含量的变化激活，并且做出调节以保持糖脂代谢的平衡。在鱼类[3]、奶牛[4]和禽[5]上均发现禁食和限饲增加了OXA的分泌。Ouedraogo等[6]报道，随着大鼠血糖浓度由2.8 mmol/L增加到16.7 mmol/L，OXA的分泌量显著降低。另外，在大鼠上，OXA神经元能够被血液中较高含量的甘油三酯激活[7]，这可能与OXA增加大鼠非运动性产热有关。
1.2 OXA受体OXA通过2种G蛋白偶联受体发挥作用，它们分别是增食欲素受体1(orexin receptor 1，OX1R)和增食欲素受体2(orexin receptor 2，OX2R)，两者有46%的氨基酸序列一致性[1]。在中枢神经系统中，OX1R主要分布在丘脑腹内侧核，OX2R主要分布在结节乳头核、室旁核和弓状核。OX1R与OXA有较高的亲和性，而OX2R与OXA和OXB有相似的亲和性[1]。在外周组织中，OXA的受体广泛分布在肝脏[8]、胰腺和脂肪组织[9]等组织器官中，表明OXA可能在这些部位参与糖脂代谢相关的能量平衡的调节。
2 OXA对糖脂代谢的调控作用 2.1 OXA通过中枢神经系统调控糖脂代谢增食欲素神经元位于丘脑侧部区域和丘脑外周区域，并且投射到整个中枢神经系统[10]。Stanley等[11]用伪狂犬病毒追踪出多条从大鼠附睾白色脂肪组织到中枢神经系统的多突触神经通路，增食欲素神经元正是这个通路中的一种神经元。Van den Pol[12]的研究表明OXA增强了脊髓的自主神经对糖脂代谢的调节。这些结果表明OXA可能就是通过作用于下丘脑特定的神经核团和自主神经系统参与对糖脂代谢的调控。
2.1.1 OXA与糖代谢Shiuchi等[13]向Sprague-Dawley小鼠下丘脑腹内侧核注射OXA(5 pmol)，发现机体葡萄糖的代谢率显著增加，通过检测骨骼肌对2-脱氧-D-葡萄糖的吸收发现葡萄糖的吸收和糖原合成增加；然而，检测注射前后血糖浓度的变化发现血糖浓度始终保持稳定，这表明OXA同时增加了机体对葡萄糖的利用。同时，Shiuchi等[13]证明了OXA通过刺激β2-肾上腺素受体信号相关的交感神经调节糖的代谢。在非禁食条件下，对意识清醒的兔脑室注射100 pmol OXA增加了血糖浓度和浆膜肾上腺素的含量以及交感神经的活性[14]。但是，当加入了神经节阻断剂安血定(pentolinium)后再向脑室注射100 pmol OXA时，既不引起血糖浓度升高也不引起肾上腺素含量的增加。Yi等[15]向大鼠脑室注射OXA增加了血糖浓度并且阻止了白天肝脏产生的内源葡萄糖的减少。另外，Yi等[15]利用实时荧光定量PCR技术检测到糖原磷酸化酶(glycogen phosphorylase，GP)和磷酸烯醇式丙酮酸羧激酶(phosphoenolpyrurate carboxykinase，PEPCK)mRNA的表达量显著增加，而葡萄糖激酶mRNA的表达量显著降低，说明这个过程增加了糖原降解和糖异生，减少了葡萄糖分解。OXA刺激内源葡萄糖产生的效果会被去交感神经阻断却不会被去副交感神经阻断。从以上结果可以推断，中枢神经系统是通过交感神经的传递升高了外周组织中血糖的浓度。
2.1.2 OXA与脂代谢OXA在下丘脑中具有明显的增加白色脂肪组织分解和能量利用的作用。在采食量没有显著差异的情况下，OXA基因敲除的小鼠在生长后期出现明显的肥胖[16]。而通过转基因处理的小鼠因在生长过程中合成过量的OXA而对饲粮引起的肥胖具有抵抗力[17]。Perez-Leighton等[18]的研究表明，在Sprague-Dawley大鼠的丘脑侧部区域连续10 d注射OXA，可以在不影响大鼠采食量的条件下显著降低由摄食引起的肥胖。在以上过程中，OXA通过增加自发身体活动(spontaneous physical activity,SPA)[18]和交感神经支配[11]等作用方式实现对白色脂肪组织分解和能量利用的调节。Shen等[19]向大鼠脑室注射2种剂量的OXA后发现，高剂量(10 μg/只)OXA促进脂肪分解，低剂量(10 ng/只)OXA减弱脂肪分解。Shen等[19]同时指出，高剂量的OXA通过兴奋位于结节乳头核的组胺能神经元，引起神经元分泌组胺，直接促进脂肪分解；另外，OXA还可以通过交感神经作用于脂肪组织促进脂肪分解；而低剂量的OXA减弱脂肪分解的原因是交感神经的支配作用受到了抑制。
Sellayah等[20]的研究表明，OXA及其受体是棕色脂肪组织正常发育所需的一种重要物质，可通过P38丝裂原活化蛋白激酶促进棕色脂肪细胞分化。在Sellayah等[21]的试验中，敲除OXA基因的小鼠与野生型相比，棕色脂肪组织中甘油三酯沉积量极显著降低。随后，Sellayah等[21]敲除小鼠的OXA受体OX1R和OX2R基因发现棕色脂肪组织中甘油三酯沉积量同样显著降低，并且在敲除OX1R基因的处理效果最明显。其原因是棕色脂肪组织生长发育异常引起动物在寒冷和应激的时候产热受阻，能量在体内的异常沉积导致了动物生长后期病理性肥胖[22]。由此可见，OXA及其受体在棕色脂肪组织中的正常分泌能够防止因产热异常引起的肥胖的发生。Sellayah等[20]认为OXA对棕色脂肪产热的调节也是通过自主神经的调控实现的。
2.2 OXA通过外周组织调控糖脂代谢 2.2.1 增食欲素A与胰腺OXA在内分泌腺胰腺上对血糖的调节作用有很大争议。Nowak等[23]最早研究了OXA对雌性Wistar大鼠胰腺胰岛素含量和血糖浓度的影响，研究发现：离体胰腺灌注1和2 nmol OXA能够显著地增加血糖浓度，且灌注2 nmol OXA较灌注1 nmol OXA血糖浓度升高更显著；在活体试验上，大鼠皮下注射OXA 60 min后胰岛素含量和血糖浓度显著增加。Ouedraogo等[6]利用双重染色技术发现OXA和OX1R在合成胰高血糖素的胰岛α细胞上有分布。另外，用100或150 nmol OXA处理离体的胰腺组织显著地降低了胰岛素的分泌，用80或100 nmol OXA处理能够显著地增加胰高血糖素的分泌。Ehrström等[24]向禁食18 h的Sprague-Dawley大鼠颈静脉注射OXA后发现胰岛素含量不受影响，但是却减少了胰高血糖素的生成量。由以上结果可知OXA可能是通过影响胰腺分泌激素来调节血糖浓度的，至于OXA对胰岛素和胰高血糖素的作用效果上出现相互矛盾的原因还不明确。
2.2.2 OXA与脂肪组织与OXA在丘脑中的作用不同，用OXA直接作用于离体脂肪组织表现为促进脂肪沉积。Digby等[9]最早发现OXA及其受体OX1R和OX2R存在于人体的白色脂肪组织中，并发现用OXA处理显著地减少了激素敏感脂肪酶基因的表达和游离甘油的释放，这表明OXA减弱了脂肪的分解。随后，Skrzypski等[25]在培养大鼠脂肪细胞的试验中发现OXA增加了脂肪组织对血糖的摄入，减少了游离甘油的释放，同时增加了甘油三酯的合成量，这表明OXA能够增加甘油三酯的沉积，减少脂肪的分解。
2.2.3 增食欲素A与肝脏肝脏是糖代谢的枢纽，可以通过糖原生成、糖原降解和葡萄糖生成3个主要的方式维持血糖的长期平衡。Bin等[7]研究了OXA对猪离体肝细胞葡萄糖产生的影响，试验发现在无糖的条件下对肝细胞培养，OXA刺激肝细胞葡萄糖产生，且葡萄糖的分泌量随着OXA浓度的增加而增加；同时血清白蛋白、总胆酸和甘油三酯的含量也显著增加，这表明发生了胆固醇的分解。Bin等[7]还利用实时荧光定量PCR技术检测到GP和PEPCK mRNA的表达量显著增加，这表明有糖原降解和糖异生的发生。
肝脏是胰岛素作用的重要靶器官，在对胰岛素抵抗的研究中有重要价值。在Tsuneki等[16]的研究中敲除OXA基因损伤了机体对葡萄糖的耐受性并引发胰岛素抵抗的发生。在这个过程中饲喂正常饲粮的9月龄基因敲除的小鼠肝脏和骨骼肌中AKT[一种丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶，又称蛋白激酶B(protein kinase B,PKB)]的磷酸化显著地降低。同时，Tsuneki等[16]还指出OXA基因敲除的小鼠丘脑中AKT的磷酸化异常地高于野生型小鼠，并且用胰岛素刺激不能增加AKT的磷酸化。这表明OXA是维持丘脑和外周组织胰岛素敏感性的重要因子。Funato等[17]指出，OXA通过OX2R依赖性途径增加了瘦素(leptin)和胰岛素的敏感性。因此，OXA的正常分泌对于改善胰岛素抵抗和维持血糖平衡有重要的作用。
OXA在中枢神经系统和外周组织中共同发挥作用维持血糖和血脂的平衡。在对大鼠进行口服葡萄糖的耐量试验中发现，预先注射OXA(55 μg/kg)的组血糖浓度显著低于对照组[26]。Ducroc等[26]试验证明OXA通过调节大鼠小肠上Na+依赖性葡萄糖转运受体起到降低血糖浓度的作用；Harada等[27]在脑部缺血后葡萄糖的耐量试验中发现，向雄性ddY小鼠脑室中注射OXA显著地减少了肝脏中胰岛素受体的生成量，并且肝脏和肌肉组织中GP和PEPCK mRNA的表达量显著增加，这表明在血糖浓度较低的时候OXA起到了升高血糖浓度的作用。同时，在Harada等[27]的试验中阻塞了中脑的血管流动却引起了外周组织相应地升高血糖浓度的效果，可以推测出OXA通过自主神经的传递增加了血糖浓度。由以上2个试验可以看出当血糖浓度过高或者过低的时候，OXA通过自主神经和外周组织的作用共同使血糖浓度恢复正常。
OXA在离体脂肪组织上的作用效果表现为促进甘油三酯的生成并且降低脂解作用，而在活体试验上脑室注射OXA表现为脂肪分解和能量利用增加。在个体水平上， OXA在外周脂肪组织中的作用被在中枢神经系统中的作用所掩盖，最终的效果是促进了能量的利用和脂肪的分解，这不仅满足了产热的需要，还有效地防止了肥胖的发生。
3 OXA在糖脂代谢调节中的信号转导途径 3.1 磷脂酰肌醇3-激酶(phosphatidylinositol 3-kinase,PI3K)-AKT途径PI3K-AKT途径是OXA对脂肪组织血糖吸收过程和甘油三酯生成过程调控的重要途径。Skrzypski等[25]向分离培养的大鼠脂肪细胞中添加OXA，发现被标记的葡萄糖的吸收量增加，当加入PI3K抑制剂LY294002时抑制了脂肪细胞对葡萄糖的吸收。为了进一步确认PI3K所发挥的作用，Skrzypski等[25]在加入OXA 5 min后检测了3,4,5-三磷酸磷脂酰肌醇(phosphatidylinositol 3,4,5-triphosphate,PIP3)含量，发现PIP3含量显著高于对照组；在葡萄糖吸收过程中，Skrzypski等[25]用免疫荧光技术检测到葡萄糖转运蛋白4(glucose transporter,4，GLUT4)由细胞内转移到膜外，而LY294002的加入抑制了GLUT4的跨膜转运。AS160是AKT下游的信号物质，它在磷酸化状态下能够刺激GLUT4的跨膜转运，Skrzypski等[25]检测其磷酸化情况后发现，在5和10 min时，其磷酸化程度显著增加。另外，Skrzypski等[25]发现OXA增加脂肪组织中甘油三酯的生成，而加入LY294002阻碍了甘油三酯的沉积。以上结果均表明脂肪组织对葡萄糖的吸收和甘油三酯生成是通过PI3K-AKT途径进行的。
有些研究表明，OXA在调节糖脂代谢的过程是通过PI3K-AKT途径并作用于其下游作用物质糖原合成酶激酶3β(glycogen synthase kinase 3β，GSK3β)发挥作用的[13, 14]。Shiuchi等[13]研究发现，给小鼠丘脑内注射OXA能够显著地增加胰岛素介导的PI3K、AS160和AKT的磷酸化，并且GSK3β的磷酸化也显著增加。Tsuneki等[16]在研究OXA基因敲除对胰岛素抵抗以及肥胖的影响时发现，同样是在胰岛素介导的情况下，OXA基因敲除后AKT和GSK3β的磷酸化显著降低。
Göncz等[28]在研究OXA对离体胰腺组织胰岛素分泌的影响时发现，用10 nmol OXA处理胰腺InR1-G9细胞能够抑制胰高血糖素的分泌，在此过程中检测到磷酸肌醇依赖性激酶-1(phosphoinositide-dependent kinase-1，PDK-1)和AKT磷酸化的程度显著增加，并且显著增加了PI3K-AKT途径下游物质叉头框转录因子O亚族1(forkhead box transcription factor O1,FoxO1)的磷酸化。当对InR1-G9细胞转染FoxO1 siRNA对FoxO1基因沉默后，加入10 nmol OXA胰高血糖素的分泌量显著增加。
3.2 腺苷酸环化酶(adenylyl cyclase,AC)途径与磷脂酶(phospholipase C,PLC)途径及二者的交互作用AC和PLC是G蛋白信号途径的2个关键激酶，均位于细胞膜上。AC可将一磷酸腺苷(adenosine monophosphate，AMP)环化成环磷酸腺苷(cyclic adenosine monophosphate，cAMP)，从而激活蛋白激酶A(protein kinase A,PKA)。PLC可将4，5-二磷酸磷脂酰肌醇(phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate,PIP2)转化成1，4，5-三磷酸肌醇(inositol 1，4，5-triphosphate，IP3)和二酰基甘油(diacyl glycerol，DAG)，从而激活蛋白激酶C(protein kinase C,PKC)和Ca2+的释放。PKA和PKC均是细胞内重要的激酶，将信息转导入核内，调控基因和蛋白质的表达，参与多种生理和病理变化。
Gorojankina等[29]在研究OXA对Wistar大鼠Odora细胞作用途径时发现，用OXA处理后，显著地增加了IP3、Ca2+和cAMP的含量，表明在这个过程中同时存在AC途径与PLC途径。另外，预先用AC激活剂佛司可林(forskolin,FSK)处理Odora细胞，OXA引起Ca2+含量增加的能力显著降低，这表明在OXA对Wistar大鼠Odora细胞作用的过程中存在AC途径与PLC途径的交互作用，即FSK对AC的长期作用抑制了OX1R介导的Ca2+含量的升高。
Johansson等[30]的研究发现不同剂量的OXA对中国仓鼠卵巢细胞的作用途径不同。Johansson等[30]向培养的中国仓鼠卵巢细胞中分别加入低剂量(1 nmol)和高剂量(300 nmol)的OXA，高剂量组检测到IP3和DAG的含量显著高于没加OXA的对照组，这表明OXA通过PLC途径在中国仓鼠细胞中发挥作用；而低剂量组检测产生大量1-磷酸肌醇(inositol-1-phosphate，IP1)和DAG而几乎没有IP3产生，这表明低剂量的OXA不是通过PLC途径而可能是通过PLD途径发挥作用。为了检验加入低剂量OXA是通过PLD途径发挥作用，Johansson等[30]在加入0.3 nmol OXA的同时分别加入PLC抑制剂(D609)和PLD抑制剂(dnPLDs)，结果发现加入dnPLDs的组抑制了DAG的产生，而加入D609的组DAG的产生量不受影响。这表明低剂量的OXA是通过PLD途径发挥作用的。
3.3 过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferator-activated receptor γ，PPARγ)途径PPARγ途径是OXA促进甘油三酯沉积的一个重要途径，过氧化物酶增殖物激活受体γ2(peroxisome proliferator-activated receptor γ2，PPARγ2)是脂肪细胞产生的PPARγ的主要形式。用含100 nmol OXA的培养液处理人体的皮下脂肪组织能使PPARγ的表达量增至对照组的1.5倍[9]。Skrzypski等[25]试验发现，OXA能促进甘油三酯的生成，在这个过程中PPARγ2的表达量显著增加；分别采用添加PPARγ2抑制剂双酚丙烷二环氧丙醚(bisphenol A diglycidyl ether，BADGE)和基因沉默技术处理，这2组中OXA对甘油三酯沉积量的影响与对照组相比均差异不显著。
3.4 细胞外调节蛋白激酶(extracellular regulated protein kinases,ERK)途径Skrzypski等[31]在研究了OXA对成熟脂肪细胞脂肪代谢的作用以后，又进一步研究了OXA对前脂肪细胞(3T3-L1细胞)的作用及其作用机制。研究发现，用OXA作用于3T3-L1细胞，显著增加了ERK的磷酸化，并且加入ERK的抑制剂U1026以后，OXA不能引起ERK的磷酸化；但是，加入PI3K抑制剂LY294002并没有减少OXA对ERK的磷酸化的影响[31]。这说明OXA对前脂肪细胞的作用途径是ERK途径而不是PI3K途径。
4 OXA对糖脂代谢的调节与动物生产的关系 4.1 鱼类近年来，人们对OXA在鱼类上的作用展开了深入的研究，对其在鱼类生产上的效果有了初步的认识。目前，有关如何借助OXA来人工调节鱼类的摄食、糖脂代谢和能量平衡逐渐成为一项新的研究热点。
OXA对鱼类具有调节摄食的重要生理功能，禁食和限饲能够使preproorexin的表达量显著增加[2]。Nakamachi等[32]研究了禁食和向体内注射葡萄糖后金鱼下丘脑中OXA含量的变化，发现禁食显著地增加了OXA的分泌，而向体内注射葡萄糖显著地减少了OXA的分泌。Nakamachi等[32]还发现向脑室中注射OXA后金鱼采食量和胃肠道蠕动频率显著增加。Faraco等[33]使用原位杂交技术对斑马鱼OXA的表达进行了研究，发现OXA的表达在胚胎发育快要结束时开始，并且和大脑的发育同时进行，因此推测OXA调节斑马鱼机体糖脂代谢的同时完成了胚胎发育的过程。
4.2 猪仔猪的早期断奶常会引起食欲低下、腹泻和生长受阻等症状。考虑到OXA具有增加动物食欲和增强胃肠道蠕动等作用，一些研究者开始研究OXA在断奶仔猪上的应用效果。Dyer等[34]对断奶1周后的仔猪注射OXB后发现采食量比对照组增加了18%。孙云子等[35]采用实时荧光定量PCR的方法，检测了仔猪出生后不同日龄时空肠中OX2R的表达量，结果表明，在仔猪肠道中检测到OX2R的表达，并且在3日龄时的表达量最高，为出生时的5.2倍，而后逐渐降低并趋于平稳。Kojima等[36]研究了仔猪断奶体重和断奶后饲粮2个因子对断奶仔猪食欲的影响，发现在断奶体重大的个体上OXA的表达量极显著地增加；综合2个试验因子在断奶仔猪上的作用，发现仔猪断奶体重比断奶后饲粮对断奶仔猪的食欲有更大的影响。
4.3 反刍动物对于奶牛的饲养，分娩前需要降低很大一部分采食量，直到分娩后6周左右才慢慢恢复到原有的饲喂水平。因此，研究分娩前后奶牛血糖、血脂浓度和对食欲调节相关物质含量的变化是很必要的。Kuhla等[3]研究指出，OXA是存在于这个过程中起到食欲调节的一种物质，并且在进食条件下的表达量显著增加。Kuhla等[3]还指出，在禁食过程中PPARγ和OXA的表达量同步增加，并且与自由采食时相比差异显著。因此，可以推测在禁食状态下OXA通过PPARγ途径调节糖脂代谢，维持血糖平衡和动物的食欲。
对于绵羊来说，在不同的光照和食物供应条件下，体内一些激素含量以及血糖和血脂浓度也会发生相应的变化。Iqbal等[37]研究了限饲对preproorexin表达的影响，发现限饲没有引起绵羊preproorexin表达量的增加。Zieba等[38]研究发现OXA在短光照期时表达量显著升高，说明OXA在绵羊的繁殖方面发挥重要作用。Anukulkitch等[39]研究表明，在选育的瘦型和肥胖型绵羊个体上OXA的表达量和其肥胖指数高度负相关，即在瘦型个体上表达量高而在肥胖型个体上表达量低，表明OXA具有控制能量支出的作用。
4.4 家禽在营养方面，有关OXA对家禽影响的研究还相对较少，现有的研究多是针对采食量的。Miranda等[5]使用免疫组织化学染色技术研究了禁食和自由采食条件下肉鸡下丘脑中OXA的合成量，发现禁食条件下OXA的分泌量极显著地增加；此外，对比肉鸡和蛋鸡丘脑中OXA合成量的差异发现，同样是在自由采食条件下，蛋鸡丘脑中OXA的分泌量显著高于肉鸡。但是，向初生仔鸡脑室中注射OXA或者OXB并不能引起采食量的增加[40]。
5 小 结总结近几年有关OXA对糖脂代谢作用的研究表明，OXA可以对血糖和血脂浓度进行调节，以适应机体所处环境的需要。OXA通过中枢神经系统和外周组织的作用共同调节血糖的产生和利用，使机体的血糖浓度始终处于稳衡状态。OXA通过中枢神经系统发挥作用时表现为增加脂肪的分解和能量的利用，而通过外周组织发挥作用时表现为促进脂肪沉积，对于整个机体来说，OXA的最终作用效果是增加脂肪的分解和能量的利用。近年来，虽然对OXA在糖脂代谢过程中所涉及的信号转导途径进行了研究，但是，目前对OXA在糖脂代谢过程中对胰岛素和胰高血糖素的作用及其机制还不是很清楚，有待进一步研究。
OXA对糖脂代谢平衡的调节仅是OXA的一项生理功能。任何一种生理功能都不是单独发挥作用的，在动物的生长育肥过程中同样也伴随着脂肪的沉积和对血糖利用的调节。目前在鼠上的研究比较成熟，在其他动物上的研究还相对较少。本文仅是对OXA调节糖脂平衡的作用作了综述，对于这几方面作用的相互关系今后还需要深入研究。
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