壳寡糖(chitosan oligosaccharides,COS)是甲壳质脱乙酰化的产物壳聚糖经降解获得，是由2~10个氨基葡萄糖通过β-1，4糖苷键连接而成的低聚糖，也是自然界中大量存在的碱性氨基多糖，具有水溶性好、易吸收的特点^[1]。壳寡糖具有提高免疫力、抗肿瘤、调控脂肪代谢、调节肠道生长情况以及消化道微生物区系等作用，已广泛应用于食品、医药以及畜牧饲料方面，但在水产饲料中的应用却少见报道。为此，本试验通过在饲料中添加不同剂量的壳寡糖，研究其对幼建鲤(Cyprinus carpio var.Jian)生长性能、脂肪代谢相关指标、非特异性免疫指标、肠道组织结构及肠道菌落的影响，探讨壳寡糖影响鲤鱼生长性能和免疫抗病的作用机制，为壳寡糖在水产动物饲料中的运用提供理论依据。

基础饲料组成及营养水平见表1。在基础饲料中分别添加质量分数为0(对照组)、0.30%、0.60%、0.90%和1.50%的壳寡糖(由青岛云宙生物技术有限公司提供，脱乙酰度大于90%，壳寡糖含量大于93%，pH为7.0~9.0)，配制成5种试验饲料，并将上述试验饲料制成直径为2 mm的颗粒饲料。

¹⁾维生素预混料为每千克饲料提供Vitamin premix provided the following per kg of the diet：VA 375 000 IU，VD 60 000 IU，VE 210 mg，VB₁ 24 mg，VB₂ 75 mg，VB₆ 24 mg，VC 600 mg，VK₃ 60 mg，烟酸 nicotinic acid 90 mg，泛酸钙 calcium pantothenate 300 mg，生物素 biotin 0.6 mg，胆碱 choline 1 000 mg。

²⁾矿物质预混料为每千克饲料提供Mineral premix provided the following per kg of the diet：FeSO₄·7H₂O 0.155 kg，CuSO₄·5H₂O 0.025 kg，ZnSO₄·7H₂O 0.15 kg，MnSO₄·H₂O 0.085 kg，1% NaSeO₃·5H₂O 0.002 5 kg，3.8% KI 0.015 kg，CaH₂PO₄ 0.285 kg，CaHPO₄ 0.285 kg。

表1

Table 1

表1(Table 1)

表1 基础饲料组成及营养水平(风干物质) Table 1 Composition and nutrient levels of the basal diet (air-dry basis) % 项目 Items 含量 Content 原料 Ingredients 豆粕 Soybean meal 34.00 菜籽粕 Rapeseed meal 15.50 小麦粉 Wheat meal 15.00 鱼粉 Fish meal 15.00 菜籽油 Soybean oil 2.10 小麦麸 Wheat bran 17.40 氯化胆碱 Choline chloride (50%) 0.15 矿物质预混料 Mineral premix1) 0.30 维生素预混料 Vitamin premix2) 0.20 食盐 NaCl 0.35 合计 Total 100.00 营养水平 Nutrient levels 粗蛋白质 CP 35.00 粗脂肪 EE 5.00 蛋氨酸+半胱氨酸 Met+Cys 1.03 赖氨酸 Lys 1.96 有效磷 AP 0.62 钙 Ca 0.85 1） 维生素预混料为每千克饲料提供Vitamin premix provided the following per kg of the diet：VA 375 000 IU，VD 60 000 IU，VE 210 mg，VB 1 24 mg，VB 2 75 mg，VB 6 24 mg，VC 600 mg，VK 3 60 mg，烟酸 nicotinic acid 90 mg，泛酸钙 calcium pantothenate 300 mg，生物素 biotin 0.6 mg，胆碱 choline 1 000 mg。 2） 矿物质预混料为每千克饲料提供Mineral premix provided the following per kg of the diet：FeSO 4·7H 2O 0.155 kg ，CuSO 4·5H 2O 0.025 kg，ZnSO 4·7H 2O 0.15 kg，MnSO 4·H 2O 0.085 kg，1% NaSeO 3·5H 2O 0.002 5 kg， 3.8% KI 0.015 kg，CaH 2PO 4 0.285 kg，CaHPO 4 0.285 kg。

表1 基础饲料组成及营养水平(风干物质) Table 1 Composition and nutrient levels of the basal diet (air-dry basis)

试验用幼建鲤购于四川通威鱼种养殖基地，试验开始前将健康幼建鲤消毒后暂养2周，然后选取健壮幼建鲤225尾[初始体重为(8.78±0.38) g]，随机分为5组，每组设3个重复，每个重复15尾，饲养于60 cm×45 cm×45 cm的玻璃缸中，24 h充氧，每天投喂2次(08:30和17:00各1次)。按鱼体重的5%投喂，投喂量根据实际情况适时调整。试验期为80 d。每天定时清除缸内幼建鲤的排泄物和残饵，控制水温在26~28 ℃，pH 7~8，溶氧浓度保持在7 mg/L。记录试验期内幼建鲤摄食情况和死亡数。

试验结束后，停食24 h后，每个重复随机挑选10尾作为测定样本。测定体重和体长后尾静脉取血，置于抗凝管中。血液分为2份，一份用于白细胞吞噬率的测定，另一份于4 ℃条件下3 000 r/min离心10 min，制备血浆，测定总胆固醇(TCH)、甘油三酯(TG)、高密度脂蛋白胆固醇(HDL-C)、丙二醛(MDA)含量和总抗氧化能力(T-AOC)。在每个重复的测定样本中，随机挑选4尾进行解剖，取出肠道组织，用生理盐水冲洗肠道内容物，做菌落检测，然后将肠道组织迅速浸泡于10%的中性甲醛溶液中，用于组织切片。

增重率(WGR，%)=100×(W_t-W₀)/W₀。

特定生长率(SGR，%/d)=100×(lnW_t-lnW₀)/d。

存活率(SR，%)=100×N_t/N₀。

肥满度(CF，%)=100×W_t/L³。

式中：W_t为末体重(g)；W₀为初体重(g)；d为饲养天数(d)；N_t为成活尾数；N₀为初始尾数；L为鱼体长度(cm)。

血浆TCH、TG和HDL-C含量，按南京建成生物工程研究所试剂盒说明书方法，用酶标仪测定。

参照王军等^[2]的方法改进后进行测定，具体如下：在0.1 mL的血液中滴加20 μL的致敏酵母，37 ℃温浴， 2 000 r/min离心后制成白细胞血涂片，吉姆萨染色，油镜下观察，随机计数100个白细胞中有吞噬现象的细胞数，计算白细胞吞噬率。

血浆T-AOC和MDA含量，按南京建成生物工程研究所试剂盒说明书方法，用Unico-2000型分光光度计测定。

将中性甲醛固定液中的肠道组织取出，依次经过冲洗、逐级脱水、透明、浸蜡、包埋后切片机连续切片(厚度为6 μm)，烘干、脱蜡后复水，苏木精-伊红(HE)染色，中性树脂封片。采用Olympus-DP70显微镜观察并拍照。

每组取6张肠道切片进行肠皱襞高度、肠皱襞密度(肠上皮细胞表面伸出的细长指状突起的个数)和肠壁厚度的测量，观察肠道发育情况。

肠道微生物的测定采用点种法^[3]。将肠道内容物取出称取0.1 g后用0.9 mL生理盐水混匀，取上清液10倍系列梯度稀释至10^-6，然后用微量进样器取稀释梯度样品100 μL，接种于各种培养基[大肠杆菌用伊红美兰琼脂(EMB)培养基，乳酸杆菌用MRS琼脂(MRSA)培养基，双歧杆菌用MRS+X-gal琼脂培养基]中，每个稀释梯度做4个平行。在37 ℃下培养48 h，培养结束后选取菌落清晰分散的进行计数。菌群数量以每克肠道内容物所含细菌群落总数的对数[lg(CFU/g)]表示。

试验结果采用SPSS 17.00进行单因素方差分析(one-way ANOVA)，并采用Duncan氏法进行组间的多重比较，除SR外的所有数据均以平均值±标准差来表示，P＜0.05表示差异显著。线性回归方程通过曲线估计进行建立和分析，并得出R²和X极值。

如表2所示，与对照组相比，添加壳寡糖后幼鱼的WGR、SGR和SR均有所提高，但均无显著差异(P＞0.05)；随壳寡糖添加量的增加，WGR和SGR呈先上升后下降的趋势，但均高于对照组。各壳寡糖添加组的CF与对照组相比亦无显著差异(P＞0.05)。

表2

Table 2

表2(Table 2)

表2 壳寡糖对幼建鲤生长性能的影响 Table 2 Effects of COS on growth performance of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) 项目 Items 壳寡糖添加量 COS supplemental level/% 0 0.3 0.6 0.9 1.5 初体重 IBW/g 8.78±0.38 8.78±0.19 8.64±0.10 8.67±0.33 8.67±0.33 末体重 FBW/g 17.85±0.73 18.41±0.36 19.21±0.18 19.24±0.10 18.89±0.96 增重率 WGR/% 103.36±0.86 109.74±3.85 122.25±4.49 121.27±5.37 116.70±4.53 特定生长率 SGR/(%/d) 0.89±0.05 0.93±0.02 1.00±0.02 1.00±0.09 0.97±0.03 肥满度 CF/% 1.18±0.14ab 1.27±0.21b 1.25±0.17ab 1.27±0.19b 1.15±0.15a 存活率 SR/% 97.78 100.00 100.00 100.00 100.00 同行数据肩标不同字母表示差异显著(P<0.05)。下表同。 Values in the same row with different letter superscripts were significantly different (P<0.05). The same as below.

表2 壳寡糖对幼建鲤生长性能的影响 Table 2 Effects of COS on growth performance of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian)

如表3所示，0.6%组与其他各组比较，血浆中TCH含量显著降低(P＜0.05)，其他壳寡糖添加组血浆中TCH含量与对照组比较均有所降低，但差异不显著(P＞0.05)；0.6%组血浆中TG含量显著 低于其他各组(P＜0.05)，其他壳寡糖添加组血浆 中TG含量较对照组均有所降低，但未达到显著水平(P＞0.05)；与对照组比较，各壳寡糖添加组血浆中HDL-C含量均有所升高，其中0.6%和0.9%组显著高于对照组(P＜0.05)，0.3%和1.5%组较对照组差异不显著(P＞0.05)。

表3

Table 3

表3(Table 3)

表3 壳寡糖对幼建鲤脂肪代谢相关指标的影响 Table 3 Effects of COS on lipid metabolism related indices of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) mmol/L 项目 Items 壳寡糖添加量 COS supplemental level/% 0 0.3 0.6 0.9 1.5 总胆固醇 TCH 4.09±1.43a 3.79±0.50a 2.83±1.13b 3.47±0.63a 3.89±0.77a 甘油三酯 TG 2.33±0.54a 2.23±0.31a 1.85±0.75b 2.05±0.46a 2.28±0.22a 高密度脂蛋白胆固醇 HDL-C 1.56±0.52a 1.67±0.39a 2.22±0.43b 2.15±0.47b 1.89±0.24ab

表3 壳寡糖对幼建鲤脂肪代谢相关指标的影响 Table 3 Effects of COS on lipid metabolism related indices of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) mmol/L

如表4所示，各壳寡糖添加组的白细胞吞噬率均显著高于对照组(P＜0.05)；各壳寡糖添加组血浆中T-AOC较对照组均有所提高，但仅0.6%组 与对照组的差异达显著水平(P＜0.05)；各壳寡糖添加组血浆中MDA含量均显著低于对照组(P＜0.05)。

表4

Table 4

表4(Table 4)

表4 壳寡糖对幼建鲤非特异性免疫指标的影响 Table 4 Effects of COS on non-specific immune indices of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) 项目 Items 壳寡糖添加量 COS supplemental level/% 0 0.3 0.6 0.9 1.5 白细胞吞噬率 Phagocytic rate of leukocyte/% 28.10±1.79a 34.70±2.83b 38.11±2.75c 35.80±3.19bc 36.50±2.36bc 总抗氧化能力 T-AOC/(U/mL) 5.66±0.80a 5.72±0.85a 7.28±1.66b 6.02±0.61ab 6.38±1.83ab 丙二醛 MDA/(nmol/mL) 2.03±1.03a 1.41±0.72b 1.05±0.65b 1.16±0.74b 1.36±0.94b

表4 壳寡糖对幼建鲤非特异性免疫指标的影响 Table 4 Effects of COS on non-specific immune indices of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian)

如表5所示，各壳寡糖添加组的肠皱襞密度均显著大于对照组(P＜0.05)，但各壳寡糖添加组之间差异不显著(P＞0.05)；各壳寡糖添加组的肠皱襞高度均高于对照组，但差异不显著(P＞0.05)；此外，0.6%和0.9%组的肠壁厚度显著大于对照组(P＜0.05)。

表5

Table 5

表5(Table 5)

表5 壳寡糖对幼建鲤肠道结构的影响 Table 5 Effects of COS on intestinal structure of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) 项目 Items 壳寡糖添加量 COS supplemental level/% 0 0.3 0.6 0.9 1.5 肠皱襞高度 Intestinal fold height/μm 597.08±32.51 609.72±69.83 631.54±66.13 612.74±56.72 610.80±43.40 肠皱襞密度 Intestinal fold density/个 38.88±2.03a 42.13±2.69b 44.25±2.12b 43.25±3.05b 43.00±3.11b 肠壁厚度 Intestinal wall thickness/μm 14.47±0.80a 14.99±0.41a 15.20±0.49b 15.39±0.59b 14.84±0.54a

表5 壳寡糖对幼建鲤肠道结构的影响 Table 5 Effects of COS on intestinal structure of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian)

如图1所示，添加壳寡糖后幼鱼肠皱襞上黏膜脱落、断裂现象较对照组减少。如图2所示，各壳聚糖添加组皱襞内肥大细胞数量较对照组有明显的增加，杯状细胞紧密排列在皱襞外缘下，结构完整。从整体上来看，添加壳寡糖后肠道组织的生长发育情况较对照组好，皱襞排列紧密，高度有所增加。

图 1(Figure 1)

Fig. 1

A：对照组 Control group；B：0.3%组 0.3% group；C：0.6%组 0.6% group；D：0.9%组 0.9% group；E：1.5%组 1.5% group。下图同The same as below。 图1 幼建鲤肠道显微镜结构观察(HE染色，200×) Fig. 1 The observed of intestinal microscopic structure of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) (HE-staining,200×)

图 2(Figure 2)

Fig. 2

杯状细胞(↑) Goblet cell(↑)，肥大细胞(→) Mastocyte (→)，右上角图为杯状细胞 （1 000×） The top right corner of the figures is a goblet cell （1 000×）。 图2 幼建鲤肠道显微镜结构观察（HE染色，400×） Fig. 2 The observed of intestinal microscopic structure of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) (HEstaining, 400×)

如表6所示，添加壳寡糖后幼鱼肠道内双歧杆菌数量增加，其中0.6%、0.9%和1.5%组幼鱼肠道内双歧杆菌数量显著高于对照组(P＜0.05)；各壳寡糖添加组幼鱼肠道内大肠杆菌数量均显著低于对照组(P＜0.05)；0.6%和0.9%组幼鱼肠道内乳酸杆菌数量显著高于对照组(P＜0.05)，其他壳寡糖添加组较对照组有所提高，但差异均不显著(P＞0.05)。

表6

Table 6

表6(Table 6)

表6 壳寡糖对幼建鲤肠道菌群的影响 Table 6 Effects of COS on intestinal bacteria of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian) 项目 Items 壳寡糖添加量 COS supplemental level/% 0 0.3 0.6 0.9 1.5 大肠杆菌 Escherichia coli 7.10±0.73a 6.00±0.66b 6.30±0.48b 5.70±0.67b 5.90±0.74b 双歧杆菌 Bifidobacterium 5.70±0.67a 6.40±0.84ab 6.60±0.96b 6.80±0.91b 6.50±0.70b 乳酸杆菌 Lactobacillus 5.50±0.52a 6.00±0.66a 6.10±0.56b 6.40±0.84b 5.90±0.56ab

表6 壳寡糖对幼建鲤肠道菌群的影响 Table 6 Effects of COS on intestinal bacteria of juvenile Jian carp (Cyprinus carpio var. Jian)

回归方程中R²越大，回归曲线的可信度越 高。通过分析回归曲线中R²大于0.9的测试指标，求出曲线的X极值，该值即为对应指标的最适添加量。如表7所示，饲料中壳寡糖添加量为1.01%时，白细胞吞噬率最高；饲料中壳寡糖添加量为0.93%时，血浆中MDA含量最低；饲料中壳寡糖添加量为0.86%时，肠皱襞密度最大；饲料中壳寡糖添加量分别为0.97%和0.88%、1.09%时，双歧杆菌和乳酸杆菌、大肠杆菌的数量最佳。如前所述，幼建鲤非特异性免疫和肠道免疫相关指标的最适添加量均被包含在0.86%～1.09%之间。

表7

Table 7

表7(Table 7)

表7 回归分析 Table 7 Regression analysis 项目 Items 回归方程 Regression equation R2 P值 P-value X极值 Extreme value of X 肥满度 CF Y=-0.183 2X2+0.249 1X+1.882 0 0.878 3 <0.05 0.689 8 总胆固醇 TCH Y=1.483 4X2-2.361 2X+4.131 0 0.688 8 <0.01 0.795 8 甘油三酯 TG Y=0.623 6X2-0.983 9X+2.359 6 0.752 2 <0.05 0.788 9 高密度脂蛋白胆固醇 HDL-C Y=-0.794 3X2+1.465 7X +1.466 2 0.822 1 <0.01 0.922 6 白细胞吞噬率 Phagocytic rate of leukocyte Y=-8.957 9X2+18.105 0X +28.981 0 0.905 2 <0.05 1.010 6 总抗氧化能力 T-AOC Y=-1.044 2X2-2.018 4X+5.611 5 0.736 1 <0.05 0.966 4 丙二醛 MDA Y=1.109 3X2-2.058 5X+1.981 9 0.943 2 <0.01 0.927 8 肠皱襞密度 Intestinal fold density Y=-5.298 9X2+10.343 0X+39.196 0 0.897 3 <0.05 0.975 9 肠壁厚度 Intestinal wall thickness Y=-1.190 7X2+2.040 7X+14.467 0 0.986 0 <0.05 0.857 0 大肠杆菌 Escherichia coli Y=1.042 4X2-2.264 6X+6.962 9 0.919 6 <0.01 1.086 2 双歧杆菌 Bifidobacterium Y=-1.141 4X2+2.212 8X+5.740 8 0.979 6 <0.05 0.969 3 乳酸杆菌 Lactobacillus Y=-1.032 6X2+1.826 2X+5.499 6 0.938 6 <0.05 0.884 2

表7 回归分析 Table 7 Regression analysis

寡糖在水产饲料中作为添加剂早有报道。Refstie等^[4]研究发现，投喂寡糖后的大西洋鲑生长情况明显优于未添加寡糖的对照组，增重率有显著提高。于艳梅等^[5]在饲料中分别添加0.1%、0.2%、和0.3%的甘露寡糖，结果表明，甘露寡糖提高了试验组黄颡鱼的增重率，添加量为0.2%组的效果最佳。孙立威等^[6]在罗非鱼饲料中添加不同量的壳寡糖并饲养10周，其结果显示添加壳寡糖的各组的增重率、特定生长率等情况均优于未添加壳寡糖的对照组，添加量为0.5%时效果最佳。本试验结果表明，在饲料中添加壳寡糖后，幼建鲤的增重率和特定生长率均得到了提高，但各组的增重倍数较低，这可能与养殖密度及日投喂次数有关。上述结果说明，添加壳寡糖等寡糖类物质对鱼类的生长有促进作用，其原因可能是壳寡糖能促进矿物质元素的吸收，壳寡糖分子上含有氨基(—NH₂)和羟基(—OH)等活性基团，很容易与矿物质元素结合后在小肠被吸收^[7]。壳寡糖还能够使肠道绒毛密度和高度增加，加大肠道内吸收面积，进而促进营养物质的消化吸收^[8]；同时，壳寡糖还具有改善肠道菌群的作用，保护肠黏膜的完整性，进而提高饲料的利用率^[9]。

动物血液是营养和代谢物质的重要载体，血液中TG和TCH含量的升高会危害动物健康^[10]。研究发现，壳寡糖可以降低动物血液中TG和TCH的含量，进而调节脂肪代谢，降低体内脂肪沉积^[11]。刘冰等^[12]在对正常大鼠和糖尿病大鼠的研究中发现，添加壳寡糖后的试验大鼠血清中TG和TCH的含量显著低于正常对照组和糖尿病对照组。王际英等^[13]在对星斑川鲽幼鱼的研究中发现，添加壳寡糖后各组幼鱼血清中TG和TCH的含量均低于对照组。本试验结果表明，在饲料中添加壳寡糖后，幼建鲤血浆中TG和TCH的含量较对照组也有所降低，血浆中HDL-C的含量得到了提高，且在0.6%组有显著的改善。HDL-C被认为是“好”胆固醇，它是胆固醇由组织细胞运输回肝脏的主要工具，可将肝外的自由胆固醇逆向运输回肝脏代谢，调节肝脏和血液中脂肪的平衡，清除血液和组织细胞中过剩的胆固醇。马利等^[14]在饲料中添加壳寡糖饲喂南美白对虾，8周后发现，壳寡糖可以有效地降低南美白对虾血清中TG和TCH的含量，提高HDL-C的含量，从而促进脂肪代谢。

非特异性免疫是鱼类主要的免疫系统。白细胞吞噬能力、血浆T-AOC和MDA含量都是衡量鱼类非特异性免疫的重要指标。白细胞的主要功能是吞噬细菌和异物，在非特异性免疫中起到重要的作用。T-AOC反映机体防御体系的抗氧化能力的强弱，其与健康程度存在着密切联系。MDA是生物体内脂质过氧化反应的氧化终产物，脂质过氧化会引起细胞损伤，因此血浆中MDA的含量可以间接地反映机体内细胞的损伤程度。本试验结果表明，各壳寡糖添加组幼鱼的白细胞吞噬率与对照组相比均有显著提高；血浆中T-AOC含量均高于对照组，且在0.6%组有显著的提高；血浆中MDA含量与对照组比较均有显著降低。王树芹等^[15]在饲料中添加壳聚糖后饲喂异育银鲫，发现壳寡糖可以提高白细胞吞噬能力。张国启等^[16]研究发现，壳寡糖可以提高黄河鲤血清T-AOC，同时抑制MDA的产生。壳寡糖能提升鱼类的非特异性免疫能力，可能是因为壳寡糖具有清除羟自由基(·OH)的能力，从而提升鱼体的抗氧化能力，保护免疫器官，进而加强免疫作用的效果^[17]；此外，壳寡糖能激活巨噬细胞释放白细胞介素-1(IL-1)，提升巨噬细胞的活性^[18]。巨噬细胞源自单核细胞，单核细胞作为白细胞的种类之一，其吞噬活性的提升可能是在某些因子的刺激下发生的。

鱼类的肠道是消化与吸收营养物质的主要场所，也是鱼类最大的黏膜免疫器官和最脆弱的免疫屏障^[19]。肠道形态结构的正常是营养物质吸收和肠道免疫正常的基础。壳寡糖是由N-乙酰-D-葡萄糖胺以β-1,4糖苷键结合而成的多糖，可以不被消化酶和胃酸降解而被肠道上皮细胞直接吸收^[20]，促进肠道生长发育。肠道菌落的变化对肠道结构具有重要的影响。壳寡糖分子中的游离氨基带正电荷，它能抑制微生物和真菌的生长。壳寡糖中含有双歧杆菌促生长因子，对双歧杆菌的生长具有促进作用，可以增加肠道内有益菌群数量，有效地保护肠道黏膜。王秀武等^[21]在对肉鸡生产性能的研究中指出，添加壳寡糖可改变肉鸡的肠道结构。连国琦等^[22]在对环江香猪的研究中发现，添加壳寡糖对大肠杆菌、链球菌等肠道有害菌有明显的抑制作用，而对双歧杆菌和乳酸杆菌有明显的促进作用。蔡雪峰等^[23]报道了壳寡糖对虹鳟肠道菌群的影响，研究发现添加壳寡糖后肠道菌群总数没有变化，但是菌群的种类发生了明显的变化，能够利用壳寡糖作为唯一碳源的菌株种类，其数量均多于对照组。本试验结果表明，添加壳寡糖后幼鱼肠道菌落的分布有了明显的变化，有益菌落双歧杆菌和乳酸杆菌的数量较对照组都有所增加，其中0.6%和0.9%组效果显著，大肠杆菌的数量均显著低于对照组。双歧杆菌可以黏附在肠黏膜细胞表面，对肠黏膜起到保护作用，同时，双歧杆菌释放B族维生素，增强肠道蠕动和肠黏膜表面对蛋白质的吸收能力，促进肠道的生长发育^[24]。添加壳寡糖后肠道内皱襞高度、密度、皱襞肥大细胞和杯状细胞数量都优于对照组，说明肠道菌落的组成与肠道的生长发育情况以及完整性有一定的相关性。其原因可能是因为壳寡糖促进了双歧杆菌的生长繁殖，形成优势菌群，产生了短链脂肪酸，降低了肠道内的pH，从而抑制了肠道内其他病原菌的生长^[25]。

饲料中添加壳寡糖可提高幼建鲤的生长性能和非特异性免疫功能，调节脂肪代谢。通过回归曲线的X极值分析得出，当饲料中壳寡糖的添加量在0.86%～1.09%时，对幼建鲤的非特异性免疫及肠道健康的保护性最佳。