2. 辽宁德宝农牧集团有限公司, 沈阳 110171;
3. 沈阳福康农牧科技有限公司, 沈阳 110164
2. Liaoning Debao Argi-animal Husbandry Co., Ltd., Shenyang 110171, China;
3. Shenyang Fukang Agriculture and Animal Husbandry Technology Co., Ltd., Shenyang 110164, China
养猪生产过程中为了追求母猪生产力和栏舍利用率,提高经济效益,往往将传统的60日龄断奶提前到21日龄断奶。但早期断奶会使仔猪产生应激,从而引发仔猪生长迟滞、食欲差、腹泻率高等一系列问题,即早期断奶综合征。猪生长激素(pig growth hormone,PGH)作为猪生长发育过程中起主导作用的蛋白质激素,能够降低肌肉组织脂肪含量,增加蛋白质含量,促进骨骼发育[1]。但生长激素给药方式受限,口服可被消化道各种蛋白酶降解失效,需要静脉给药,影响其应用效果。乳酸菌是一类广泛存在于动物与人体内的有益菌,利用乳酸菌作为表达载体制成口服疫苗已有不少报道[2]。转PGH基因乳酸菌是通过基因工程技术,将PGH基因转入乳酸菌,通过乳酸菌发酵表达。同时,运用耐酸、耐酶的生物技术工艺处理,口服后,通过刺激肠黏膜相关受体,促进肠细胞发育,提高养分的消化吸收效率,提高猪的生长速度。但其在仔猪饲粮中直接添加效果与适宜剂量尚不明确。本文旨在考察转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪生长性能、免疫性能、粪中微生物及养分表观消化率的影响,为其在猪生产上的应用提供理论依据与实践参考。
1 材料与方法 1.1 试验材料与试验地点转PGH基因乳酸菌(活菌数≥1×106 CFU/g),购自于南京奥维英生物制品有限公司。乳酸菌发酵上清液通过十二烷基硫酸钠(SDS)-聚丙烯酰胺凝胶电泳检出1条22 ku的蛋白带,抗PGH血清免疫印迹法证明这个蛋白带具有免疫活性,表明PGH cDNA已在乳酸菌中表达。乳酸菌表达的PGH与其载体蛋白的分子质量为43 ku。本试验在辽宁德宝农牧集团艾德蒙种猪繁育场进行。
1.2 试验设计与试验饲粮试验采用单因子完全随机试验设计,选择体况相近、健康、体重(7.56±0.56) kg的(21±2)日龄纯种大白断奶仔猪160头,随机分为4组,每个组4个重复,每个重复10头猪。对照组饲喂基础饲粮,各试验组分别在基础饲粮基础上添加0.1%、0.2%、0.3%转PGH基因乳酸菌。基础饲粮组成及营养水平见表1。试验期为28 d。
![]() | 表1 基础饲粮组成及营养水平(风干基础) Table 1 Composition and nutrient levels of basal diet (air-dry basis) |
于试验第1和28天分别对试验猪进行空腹称重,记录全期试验猪的采食量,计算平均日增重(ADG)、平均日采食量(ADFI)及料重比(F/G)。
每天观察仔猪的排粪情况,参照表2对每头猪每次排出的粪便进行感官评分[3]。统计仔猪腹泻头次数,并计算腹泻率与腹泻指数。
腹泻率(%)=[总腹泻头数/
(仔猪头数×试验天数)]×100;
腹泻指数=粪便评分之和/各组仔猪总头数。
试验结束当天,每组随机选择10头仔猪进行前腔静脉采血约5 mL,3 000 r/min离心15 min,取上清液,用离心管分装后放入-20 ℃冰箱保存。采用全自动生化分析仪测定总蛋白(TP)、白蛋白(ALB)、球蛋白(GLB)免疫球蛋白A(IgA)、免疫球蛋白G(IgG)、免疫球蛋白M(IgM)、补体3(C3)、补体4(C4)含量,测定用试剂盒购自北京华英生物技术研究所。
![]() | 表2 腹泻评分标准 Table 2 Standard of diarrhea score |
在试验的第28天早上每组随机采集10头仔猪的新鲜粪样,用无菌塑料袋封装,采用平板涂布法[4]进行细菌计数。
消化试验测定饲料中干物质(DM)、粗蛋白质(CP)、钙(Ca)、总磷(TP)表观消化率以及盐酸不溶灰分测定采用AOAC(1990)[5]提供的方法。
1.4 统计分析试验数据采用SPSS 21.0软件的one-way ANOVA程序进行单因素方差分析,差异显著时采用Duncan氏法进行多重比较。P<0.05为差异显著,P<0.01为差异极显著,结果以“平均值±标准差”表示。 2 结果与分析 2.1 饲粮中添加转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪生长性能和腹泻情况的影响
由表3可知,各组间初重、ADFI差异均不显著(P>0.05);与对照组相比,饲粮中添加0.1%~0.3%转PGH基因乳酸菌断奶仔猪的ADG分别升高了11.12%(P<0.05)、6.69%(P<0.05)、5.23%(P>0.05),且转PGH基因乳酸菌对ADG的影响差异极显著(P<0.01)。
饲粮中添加0.1%~0.3%转PGH基因乳酸菌断奶仔猪F/G较对照组分别降低了9.03%(P<0.01)、7.64%(P<0.05)、5.56%(P>0.05),且转PGH基因乳酸菌对F/G的影响差异显著(P<0.05)。
饲粮中添加0.1%~0.3%转PGH基因乳酸菌断奶仔猪的腹泻率与腹泻指数分别比对照组降低了61.68%(P<0.01)、63.83%(P<0.01)和40.52%(P<0.05)和45.29%(P<0.05)、31.74%(P<0.05)和38.30%(P<0.05),且转PGH基因乳酸菌对腹泻率与腹泻指数的影响差异极显著(P<0.01)。
![]() | 表3 转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪生长性能和腹泻的影响 Table 3 Effects of transformed Lactobacillus with PGH gene on growth performance and diarrhea of weaning piglets |
由表4可知,各组间TP、GLB、ALB、IgG、IgM、C3含量差异不显著(P<0.05)。各试验组IgA含量分别比对照组高出13.99%(P<0.05)、10.11%(P>0.05)、6.97%(P>0.05),且转PGH基因乳酸菌对IgA含量的影响差异显著(P<0.05)。断奶仔猪饲粮中添加转PGH基因乳酸菌C4含量分别提高了72.73%(P<0.01)、54.55%(P>0.05)、18.18%(P>0.05)。
![]() | 表4 转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪血清免疫指标的影响 Table 4 Effects of transformed Lactobacillus with PGH gene on serum immune indices of weaning piglets |
由表5可见,与对照组相比,各试验组粪中大肠杆菌数量均显著降低(P<0.05),分别降低了16.93%、16.15%和18.73%;饲粮添加转PGH基因乳酸菌断奶仔猪粪中乳酸杆菌数量分别增加了15.42%(P<0.01)、5.91%(P>0.05)、3.20%(P>0.05),转PGH基因乳酸菌对乳酸杆菌数量的影响差异显著(P<0.05);各试验组双歧杆菌数量与对照组相比有增加趋势,但各组间差异不显著(P>0.05)。
![]() | 表5 转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪粪中微生物菌群的影响 Table 5 Effects of transformed Lactobacillus with PGH gene on fecal microflora of weaning piglets |
由表6可见,与对照组相比,饲粮添加0.1%转PGH基因乳酸菌组养分表观消化率提高效果最显著,DM、CP以及TP表观消化率分别比对照组提高了4.33%(P<0.01)、10.73%(P<0.01)、3.49%(P<0.05),其余组DM、CP表观消化率与对照组差异不显著(P>0.05),饲粮添加0.2%、0.3%转PGH基因乳酸菌组TP表观消化率极显著高于对照组(P<0.01)。各试验组Ca表观消化率与对照组差异不显著(P>0.05)。
3 讨 论 3.1 饲粮添加转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪生长的促进效果PGH能够改善养分在猪体内的调配,抑制脂肪生成、促进蛋白质的合成,从而起到促生长的作用。胥传来等[6]研究也表明,注射生长激素可显著提高育肥猪的日增重、饲料报酬,改善猪的胴体品质。但注射生长激素的方法对猪造成的应激较大,还应该寻找其他替代方法。乳酸菌能够产生乳酸与蛋白水解酶,提高胃肠道对养分的消化能力。同时,乳酸菌定植与吸附于胃肠道表面,可防止病原菌的侵入,增强胃肠道的免疫机能,提高机体免疫力,降解碳水化合物,合成氨基酸,有利于机体对养分的利用与吸收,从而提高生产性能[7]。Suo等[8]试验研究表明,每天给断奶仔猪饲喂剂量为1×109 CFU植物乳杆菌,60 d后断奶仔猪的ADG与对照组相比可提高14.54%,饲料转化效率 可提高21.07%。本试验结果表明,添加0.1%转PGH基因乳酸菌断奶仔猪ADG与对照组相比可提高11.12%,饲料转化率可提高9.03%,说明转PGH基因乳酸菌能够提高断奶仔猪的生长性能。
![]() | 表6 转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪粪中养分表观消化率的影响 Table 6 Effects of transformed Lactobacillus with porcine somatotropin gene on nutrient apparent digestibility of weaning piglets |
仔猪断奶后依靠母乳建立的被动免疫逐渐消失,加之自身免疫系统不完善使得仔猪的免疫力较差[9]。乳酸菌作为一种益生菌进入肠道后,快速繁殖,形成一层保护性的生物膜,抑制病原的侵入,防止病原的定位转移,从而提高断奶仔猪的免疫力[10]。Mizumachi等[11]利用植物乳杆菌发酵制备液态发酵饲粮饲喂断奶仔猪,结果发现仔猪血清IgM和IgG含量显著提高。李瑞等[12]试验研究也发现灌服德氏乳杆菌的仔猪在7、14、21日龄血清IgA、IgG、IgM含量均较对照组高。本试验研究结果也表明,在断奶仔猪饲粮中添加转PGH基因乳酸菌后,仔猪的IgA含量显著高于对照组,IgG、IgM含量也呈现升高趋势,C3、C4含量均高于对照组。IgA、IgG、IgM是由骨髓来源的B淋巴细胞所产生的免疫球蛋白,可介导机体的体液免疫,其在血清中含量的高低可反映机体体液免疫强弱,C3、C4是补体系统中含量最多、最重要的组成部分,对免疫功能起着重要的作用。本试验结果显示,断奶仔猪饲粮中添加0.1%转PGH基因乳酸菌后,断奶仔猪C4含量比对照组提高了72.73%,差异极显著。
3.3 饲粮添加转PGH基因乳酸菌对断奶仔猪粪中微生物菌群与腹泻率的影响
微生态平衡是仔猪正常发育的必须条件,外界环境应激(如断奶、抗生素、温度变化等)容易破坏仔猪微生态平衡,使仔猪肠道菌群出现波动,导致需氧菌增加,有害病菌繁殖,出现腹泻等症状。添加乳酸菌类微生态制剂可以有效地促进有益菌的增殖,减少有害细菌的数量,从而保持肠道菌群平衡[13]。Zhang等[4]研究表明,通过饲喂鼠李糖乳杆菌可以显著降低仔猪粪便中大肠杆菌数量,显著增加乳酸杆菌和双歧杆菌数量。Pieper等[14]研究表明,仔猪在断奶时饲喂乳酸杆菌可以显著增加仔猪肠道有益菌群繁殖,从而起到改善仔猪胃肠道健康的作用。王永等[15]报道,饲粮中添加500 mg/kg的屎肠球菌显著降低仔猪结肠中大肠杆菌的数量,显著增加仔猪结肠中乳酸杆菌数量。本试验中的转PGH基因乳酸菌作为一种益生菌制剂也发挥了上述研究中的功效。本试验中,饲喂断奶仔猪PGH基因乳酸菌后,断奶仔猪粪中大肠杆菌数量显著降低,而乳酸杆菌数量显著增加,双歧杆菌与对照组相比数量均增加,但差异不显著。添加转PGH基因乳酸菌仔猪的腹泻率与腹泻指数与对照组显著降低。
Collington等[16]研究认为,乳酸杆菌产生的酸性代谢产物可使肠道环境偏酸性,而一般消化酶的最适pH均偏酸性(淀粉酶6.5,糖化酶4.4),有机酸的产生还可加强肠道的蠕动和分泌,因此有利于养分的消化吸收。Meng等[17]在生长猪饲粮中添加0.2%益生菌,试验结果表明,生长猪的DM、能量与氮表观消化率均显著增加。Gigng等[18]向断奶2周后的仔猪饲粮中添加乳酸菌,断奶仔猪CP、粗纤维和DM回肠表观消化率显著增加。生长激素可以直接因影响组织中养分的新陈代谢,从而调节组织器官的生长。Dahly等[19]在鼠上的研究表明,生长激素可使空肠湿重增加20%,主要是肠壁肌层重量增加,肌层厚度增加了20%。表明生长激素可促进肠黏膜上皮细胞增生,促进肠细胞增殖,从而改善肠道细胞的健康发育,促进养分的消化吸收[20]。本试验饲粮中添加转PGH基因乳酸菌后,均显著提高了DM、CP和TP表观消化率,Ca表观消化率与对照组相比虽然没有显著差异,但具有提高的趋势,本研究结果与Gigng等[18]的试验结果一致。
4 结 论① 饲粮添加0.1%转PGH基因乳酸菌可显著提高饲粮DM、CP与TP表观消化率,显著提高断奶仔猪ADG,极显著降低F/G,提高仔猪生长性能。
② 饲粮添加0.1%转PGH基因乳酸菌可显著或极显著提高血清中IgA与C4含量,从而增强断奶仔猪的免疫力;极显著提高断奶仔猪肠道中乳酸杆菌的增殖,显著抑制大肠杆菌的增殖,极显著降低腹泻率,起到调节肠道菌群平衡的作用。
③ 推荐转PGH基因乳酸菌在断奶仔猪饲粮中的添加水平为0.1%。
[1] | 张永红,唐芬芬,邵榆岚,等.重组猪生长激素表达研究进展[J]. 生物技术进展,2014,4(3):165-170. (![]() |
[2] | BERLEC A,RAVNIKAR M,TRUKELI B.Lactic acid bacteria as oral delivery systems for biomolecules[J]. Die Pharmazie-An International Journal of Pharmaceutical Sciences,2012,67(11):891-898. (![]() |
[3] | HART G K,DOBB G J.Effect of a fecal bulking agent on diarrhea during enteral feeding in the critically ill[J]. Journal of Parenteral and Enteral Nutrition,1988,12(5):465-468. (![]() |
[4] | ZHANG L,XU Y Q,LIU H Y,et al.Evaluation of Lactobacillus rhamnosus GG using an Escherichia coli K88 model of piglet diarrhoea:effects on diarrhoea incidence,faecal microflora and immune responses[J]. Veterinary Microbiology,2010,141(1/2):142-148. (![]() |
[5] | AOAC(Association of Official Analysis Chemists).Official methods of Analysis of AOAC International[M]. 15th ed.Washington,D.C:Association of Official Analysis Chemists,1990. (![]() |
[6] | 胥传来,乐国伟,姚惠源.生长激素(PST)脂质体对育肥猪生产性能的影响[J]. 家畜生态,2002,23(1):36-37,40. (![]() |
[7] | WEN K,LI G,BUI T,et al.High dose and low dose Lactobacillus acidophilus exerted differential immune modulating effects on T cell immune responses induced by an oral human rotavirus vaccine in gnotobiotic pigs[J]. Vaccine,2012,30(6):1198-1207. (![]() |
[8] | SUO C,YIN Y S,WANG X N,et al.Effects of lactobacillus plantarum ZJ316 on pig growth and pork quality[J]. BMC Veterinary Research,2012,8:89,doi:10.1186/1746-6148-8-89. (![]() |
[9] | 杨侃侃,边连全,刘显军,等.刺五加多糖对断奶仔猪生长性能、血清免疫指标及粪便微生物菌群的影响[J]. 动物营养学报,2013,25(3):628-634. (![]() |
[10] | 任荣清,黄波,朱丽莉,等.复合益生菌对早期断奶仔猪生长性能及免疫作用的影响[J]. 贵州农业科学,2013,41(11):126-128. (![]() |
[11] | MIZUMACHI K,AOKI R,OHMORI H,et al.Effect of fermented liquid diet prepared with Lactobacillus plantarum LQ80 on the immune response in weaning pigs[J]. Animal,2009,3(5):670-676. (![]() |
[12] | 李瑞,侯改凤,黄其永,等.德氏乳杆菌对哺乳仔猪生长性能、血清生化指标、免疫和抗氧化功能的影响[J]. 动物营养学报,2013,25(12):2943-2950. (![]() |
[13] | 王前光,高惠林,刘秋.微生态制剂的研究进展及其在养猪生产上的应用[J]. 饲料广角,2010(24):45-47. (![]() |
[14] | PIEPER R,JANCZYK P,URUBSCHUROV V,et al.Effect of a single oral administration of Lactobacillus plantarum DSMZ 8862/8866 before and at the time point of weaning on intestinal microbial communities in piglets[J]. International Journal of Food Microbiology,2009,130(3):227-232. (![]() |
[15] | 王永,杨维仁,张桂国.饲粮中添加屎肠球菌对断奶仔猪生长性能、肠道菌群和免疫功能的影响[J]. 动物营养学报,2013,25(5):1069-1076. (![]() |
[16] | COLLINGTON G K,PARKER D S,ARMSTRONG D G.The influence of inclusion of either an antibiotic or a probiotic in the diet on the development of digestive enzyme activity in the pig[J]. British Journal of Nutrition,1990,64(1):59-70. (![]() |
[17] | MENG Q W,YAN L,AO X,et al.Influence of probiotics in different energy and nutrient density diets on growth performance,nutrient digestibility,meat quality,and blood characteristics in growing-finishing pigs[J]. Journal of Animal Science,2010,88(10):3320-3326. (![]() |
[18] | GIGNG H H,VIET T Q,OGLE B,et al.Growth performance,digestibility,gut environment and health status in weaned piglets fed a diet supplemented with potentially probiotic complexes of lactic acid bacteria[J]. Livestock Science,2010,129(1/2/3):95-103. (![]() |
[19] | DAHLY E M,MILLER M E,LUND P K,et al.Postreceptor resistance to exogenous growth hormone exists in the jejunal mucosa of parenterally fed rats[J]. The Journal of Nutition,2004,134(3):530-537. (![]() |
[20] | AVISSAR N E,TOIA L,SAX H C.Epidermal growth factor and/or growth hormone induce differential,side-specific signal transduction protein phosphorylation in enterocytes[J]. Journal of Parenteral and Enteral Nutrition,2005,29(5):322-336. (![]() |