动物营养学报    2019, Vol. 31 Issue (7): 3039-3048    PDF    
短链脂肪酸的生理功能及其在畜禽生产中的应用
陈福 , 何邵平 , 田科雄 , 贺建华     
湖南农业大学动物科学技术学院, 长沙 410128
摘要: 短链脂肪酸(SCFAs)是指碳原子数目不大于6的脂肪酸,在肠道中以乙酸、丙酸和丁酸含量居高。在生物体内SCFAs具有提供能量、调节免疫、调控肠道细胞代谢、维持水电解质平衡、改善肠道菌群结构等多种重要的生物学功能。本文就机体内SCFAs的产生、SCFAs的生理功能及其在畜禽生产中的应用研究进展进行综述,旨在为SCFAs的开发利用提供理论依据。
关键词: 短链脂肪酸    生理功能    畜禽生产    肠道菌群    
Physiological Function of Short-Chain Fatty Acids and Their Application in Livestock and Poultry Production
CHEN Fu , HE Shaoping , TIAN Kexiong , HE Jianhua     
College of Animal Science and Technology, Hunan Agricultural University, Changsha 410128, China
Abstract: Short-chain fatty acids (SCFAs) refer to fatty acids having a carbon number of not more than 6, and are high in the intestinal tract with acetate, propionate and butyrate. In vivo, SCFA has many important biological functions such as providing energy, regulating immunity, regulating intestinal cell metabolism, maintaining water and electrolyte balance, and improving intestinal flora structure. This paper reviewed the advances of SCFAs, including the physiological functions of SCFAs and their application in livestock and poultry production, aiming to provide a theoretical basis for the development and utilization of SCFAs.
Key words: short-chain fatty acids    physiological function    livestock and poultry production    intestinal flora    

短链脂肪酸(short-chain fatty acids,SCFAs)是指碳原子数为1~6的有机脂肪酸,主要包括甲酸、乙酸、丙酸、丁酸、异丁酸、戊酸、异戊酸、己酸和异己酸。SCFAs在单胃动物体内主要由膳食纤维、抗性淀粉、低聚糖等不易消化的糖类在结肠受乳酸菌、双歧杆菌等有益菌群酵解而产生;哺乳动物生理中最重要的SCFAs是直链脂肪酸,以乙酸、丙酸和丁酸含量最高,三者占SCFAs的85%以上[1]。研究表明外源添加SCFAs具有提高动物生产性能、促进营养物质消化吸收、改善动物肠道健康和提高机体免疫等功能[2-4]。并且SCFAs类产品作为鸡饲料添加剂在欧盟已获得批准,如甲酸钙和富马酸等。近年来,国内外对SCFAs的研究也取得了很大的进展,本文对机体内SCFAs的产生、SCFAs的生理功能以及在畜禽生产中的应用进行论述,以期为SCFAs的合理开发提供理论依据。

1 机体内SCFAs的产生

95%~99%的SCFAs由抗性淀粉和膳食纤维通过结肠细菌发酵产生,吸收后通过门静脉转运至肝脏,未被肝脏代谢的部分通过血液循环分配到其他组织或器官利用[5]。在饲粮中添加的SCFAs均在胃和小肠中被吸收,从而发挥其营养和生理作用。微生物发酵产生的SCFAs在肠道内要经历一系列的吸收过程,从肠腔内释放的SCFAs被结肠上皮细胞的顶端膜吸收,包括“质子化扩散”和“转运体介导的阴离子交换”这2种吸收机制,单羧酸转运蛋白(monocarboxylate transporter, MCT)1在结肠腔内丁酸吸收中起主要作用[6]。因为肠腔内的pH约为6,5%或更少的SCFAs以非解离的形式存在,所以第2种机制在实际的吸收过程中占优势。以往研究表明SCFAs的产生取决于以下几个因素,包括底物来源[7]、微生物群落类型[8]及食糜的流动速率[9]

1.1 底物来源

碳水化合物包括淀粉、多糖以及纤维素和果胶,而产生SCFAs的底物大部分是未消化的碳水化合物,主要为饲粮纤维[10]。在猪体内中,近端结肠中的总SCFAs浓度为70~140 mmol/L,在远端结肠中降至20~70 mmol/L[11],这主要是细菌数量、发酵和增殖会在结肠近端升高,结肠前段作为碳水化合物发酵的主要场所积累了较高浓度的SCFAs,而远端结肠缺乏碳水化合物和水,基本不参与发酵,这些生产的SCFAs可以满足结肠上皮细胞60%~70%的能量需求[12]。有研究表明,在生物体内SCFAs的生成顺序为乙酸>丙酸≥丁酸[5],在丁酸的合成中,乳酸和乙酸均为丁酸合成的底物[13],细菌利用乳酸合成丁酸避免了乳酸在肠道内的积累。有研究报道,在结肠中乙酸、丙酸、丁酸的产生摩尔比分别是60 : 25 : 15[14]。而且,丁酸盐可以促进乳酸菌和双歧杆菌的生长,它们在结肠生理和代谢中起着至关重要的作用[12]。此外,一些氨基酸通过脱氨基作用也可以生成SCFAs[15],如谷氨酸、丝氨酸、组氨酸、半胱氨酸、蛋氨酸、脯氨酸、甘氨酸和赖氨酸都可以生成乙酸;天冬氨酸、蛋氨酸、苏氨酸可以生成丙酸;丙氨酸、谷氨酸、赖氨酸、蛋氨酸、丝氨酸都可以代谢生成丁酸[16]。在生物体内,碳水化合物和氨基酸发酵产生的主要SCFAs是乙酸、丙酸和丁酸,甲酸、戊酸、己酸等也有少量产生。

1.2 微生物群落类型

大肠中众多的微生物参与到了肠道中碳水化合物合成SCFAs的过程,并通过不同的合成通路发挥重要的作用。乙酸、丙酸、丁酸在生物体内产生主要涉及的微生物和通路如表 1所示[17],大部分的肠杆菌、拟杆菌属、双歧杆菌属、普雷沃氏菌属和瘤胃球菌属都可以通过“丙酮酸经乙酰辅酶A通路”产生乙酸;羧酸菌属和链球菌属可以通过“Wood-Ljungdahl通路”产生乙酸;拟杆菌属、小杆菌属和韦荣球菌属可以通过“琥珀酸盐通路”,埃氏巨球形菌和灵巧粪球菌通过“丙烯酸盐通路”,沙门氏菌属、罗氏菌和卵形瘤胃球菌通过“丙二醇途径”产生丙酸;粪球菌属通过“磷酸丁酰转移酶/丁酸激酶通路”生成丁酸;丁酸弧菌属、霍氏真杆菌利用乳酸和乙酸;粪球菌、直肠真杆菌、普拉梭菌和罗氏菌属单一利用乙酸,通过“丁酰激酶、乙酸辅酶A转移酶通路”生成丁酸。此外,梭状芽胞杆菌群Ⅳ、Ⅸ等也是主要的丁酸生成菌。从碳水化合物合成SCFAs的过程中细菌间的代谢产物相互共生[18]和底物相互共生[19]对维持各个途径的正常运行起着重要的作用。

表 1 SCFAs在肠道内生物合成的反应通路及细菌 Table 1 Biological synthesis reaction pathways and bacteria of SCFAs in the gut
1.3 食糜的流动速率

随着近端大肠中碳源的消耗,食物残渣向远端肠道移动,底物在结肠中停留的时间也会影响产生的SCFAs的类型和数量[25]。有研究表明,结肠中的长运输时间可对细菌生理和代谢产生深远影响,导致蛋白质分解和氨基酸发酵,从而增加结肠SCFAs的产生[26]。目前主要是利用仿生消化系统研究后肠道SCFAs产生的类型和产量,但与动物实际生理仍存在差异。

2 SCFAs的生理作用 2.1 SCFAs为生物体提供能量

肠道菌群发酵化学消化残留的膳食纤维并产生丁酸等SCFAs,不仅能为菌群自己提供能量,也可以满足结肠的代谢所需。SCFAs可以为结肠细胞、黏膜上皮细胞及肌肉等供能,其中丙酸作为糖异生前体物质产生的葡萄糖能满足动物30%~50%的能量需求,丁酸可转化为β-羟丁酸而为机体供能,乙酸、丙酸和丁酸被肠黏膜上皮细胞吸收后均能作为其重要的能量来源[27]。SCFAs是微生物发酵饲粮纤维的产物,由于膳食纤维摄入或微生物不足而导致SCFAs产量低的小鼠在稳态和病原体特异性抗体应答方面存在缺陷,但SCFAs或膳食纤维的摄入可促进细胞代谢、促进B细胞产生抗体,恢复正常免疫应答[28]。SCFAs在支持上皮细胞完整性、固有免疫功能以及调节性T细胞和效应T细胞的生成等方面发挥重要作用。研究发现,SCFAs可以激活B细胞的代谢,产生能量,构建屏障,还可以控制血浆B细胞分化所需分子的基因表达。在B细胞中,SCFAs提高乙酰辅酶A并调节代谢传感器,以提高氧化磷酸化、糖酵解和脂肪酸合成,并提供抗体产生的能量和组件[28]

2.2 SCFAs的免疫调节功能

肠道中SCFAs含量的下降,导致通过G蛋白偶联受体(G protein-coupled receptors,GPCRs)的信号发生改变,增大了肠道通透性和内毒素血症的发生,促进了炎症的发生[29]。GPCRs是跨膜蛋白的最大和最多样化的家族,这些受体对不同的SCFAs表现出特异性[17]。SCFAs激活的GPCRs主要是GPCR43、GPCR41和GPCR109A,丙酸是GPCR43和GPCR41最有效的激动剂,而乙酸对GPCR43的选择性更强,丁酸更倾向于结合GPCR41[30],宿主可以使用细胞内过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferators-activated receptors γ, PPARγ)检测并响应SCFAs的存在[31]GPCR43在多种细胞中都有表达,其中在免疫细胞中表达最高。在免疫系统中,GPCR43在嗜酸性粒细胞、嗜碱性粒细胞、中性粒细胞、单核细胞、树突状细胞和黏膜肥大细胞上表达,表明SCFAs在免疫应答中具有广泛的作用[7]。SCFAs可通过激活GPCR43促进化学诱导的结肠炎小鼠模型中炎症的消退[32]。其潜在的机制可能是GPCR43对调节性T细胞的刺激作用,使细胞在结肠中增殖,从而限制效应细胞CD4 T细胞的增殖,增加抗炎细胞因子白细胞介素(interleukin,IL)-10的表达[33-34]GPCR41的表达范围比GPCR43更广,主要在脂肪组织中表达,在胰腺,脾脏和外周血液单核细胞中也都能够检测到GPCR41[27]。GPCR109A,也称烟酸受体1,虽然烟酸是它的主要配体,但是烟酸的生理浓度不能达到激活受体所需的阈值。然而,丁酸是一种合适的候选配体,它能在毫摩尔浓度下与低亲和力的GPCR109A结合[35]。GPCR109A可以在结肠巨噬细胞和树状突细胞中激活炎症通路,导致调节性T细胞和IL-10产生T细胞的分化,也会导致IL-18分泌的增加[36]

缺乏SCFAs的影响,还会作用在基因转录水平上,通过对组蛋白去乙酰化酶(histone deacetylase, HDAC)抑制程度的变化,使免疫调节功能异常,最终导致机体多种炎症和疾病的发生[29]。组蛋白中赖氨酸残基的乙酰化通过促进转录因子进入启动子区域而诱导基因活化,HDAC可以从组蛋白中去除乙酰基[37]。因此,抑制HDAC活性或表达可以通过增加组蛋白乙酰化来增加基因转录。SCFAs抑制HDAC活性,因此可以改变多种细胞中的基因表达。有研究发现,SCFAs中丁酸抑制HDAC活性在体外和体内都是最有效的[38]。这一过程可能是通过丁酸抑制特异性蛋白1/特异性蛋白3,进而导致组蛋白乙酰化来实现的[39]。人们还发现,丁酸盐的许多抗癌活性是通过HDAC抑制作用介导的,其包括抑制细胞的增殖,引起细胞的分化和细胞的程序性死亡[40]

肠巨噬细胞是固有层中最丰富的免疫细胞类型,通过体外实验发现丁酸可以通过抑制HDAC下调肠巨噬细胞中脂多糖诱导的炎症反应[30]。Liu等[40]也表明丁酸可以下调脂多糖(lipopolysaccharide, LPS)介导的前炎症因子,包括一氧化氮、IL-6、IL-12,并通过抑制HDAC调节巨噬细胞功能,但不影响肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor, TNF)-α或MCT-1的水平。Furusawa等[34]研究发现,肠道内的梭状芽胞杆菌是通过其发酵产生丁酸,而结肠腔内的丁酸等SCFAs的浓度与结肠中的调节性T细胞数量呈正相关,并且丁酸盐可在体外及体内诱导调节性T细胞分化,并从而缓解小鼠的结肠炎。

SCFAs可以通过对多种免疫细胞的影响调节肠道黏膜免疫[41]。SCFAs通过刺激肠道上皮细胞分泌IL-18、抗菌肽、黏蛋白和上调紧密连接蛋白的表达,调控肠道屏障的完整性[42]。在炎症过程中,SCFAs通过激活GPCR43刺激中性粒细胞移行到炎症区域,并增强他们吞噬细胞的作用[43]。SCFAs调节T细胞功能时,不仅可以通过GPCR通路,也可以通过抑制HDAC起作用。SCFAs调节树突状细胞(dendritic cells, DCs)的功能,DCs调节免疫应答不仅依赖于细胞因子的分泌,还依赖于其与T细胞相互作用的能力[44]。此外,SCFAs还可以调控和影响在不同的细胞因子的环境中辅助性T细胞1(Th1)、Th17和调节T细胞的生成[33, 45]。也有研究表明,饲粮中添加的环内低聚糖可以增加小鼠体内SCFAs和免疫球蛋白(immunoglobulin, Ig)A的产生,间接表明SCFAs可能通过B细胞促进IgA的分泌[46]。在肠系膜淋巴结和脾脏等免疫器官中,IgA、IgG的产生可以在感染状态下推动抗体的应答,在黏膜和系统免疫中发挥作用[28]。丁酸还可以通过抗原呈递细胞诱导IL-10产生,从而促进T细胞分化成熟为调节T细胞[36]

2.3 SCFAs对肠道细胞代谢的调控作用

乙酸、丙酸和丁酸可以作为GPCR41和GPCR43的配体,在结肠组织的功能中发挥作用[14]。SCFAs通过PPARγ受体调控肠道细胞代谢。Nepelska等[47]人的研究表明,SCFAs对PPARγ受体的激活存在剂量效应,其中,PPARγ转录激活与丁酸盐及丙酸盐的存在相关,且随着丙酸和丁酸剂量的增大,激活效应变大。Byndloss等[48]研究发现,在肠道细胞的代谢活动中,宿主是通过PPARγ感受丁酸盐的,结肠上皮的PPARγ信号传导缺失时,会促进结肠炎症下结肠上皮氧合反应/充氧反应的发生;而由丁酸盐诱导的PPARγ信号传导,可以通过下调诱导型一氧化氮合酶的表达,合成一氧化氮来限制硝酸盐的生物利用度,同时也可以驱动结肠上皮细胞的能量代谢向β氧化转化,限制肠腔内氮的生物利用度。

Ma等[49]利用猪小肠上皮细胞-J2(IPEC-J2)细胞系,构建细胞划痕损伤模型,通过检测添加丁酸组与对照组的划痕深度、氧化应激指标以及肠道紧密连接蛋白——闭合蛋白(occludin)和紧密连接蛋白-1(ZO-1)的mRNA表达水平,证实了丁酸对于肠道损伤的修复具有积极作用。丁酸也可以直接调控GPCR41介导的交感神经活力,来控制机体的能量消耗,维持代谢平衡[50]。Tong等[51]和Peng等[52]研究发现,丙酸、丁酸等可以提高肠上皮细胞紧密连接蛋白的表达,加强细胞间紧密连接,抑制肠道通透性,增强肠黏膜的屏障功能。Huang等[53]研究也发现丁酸可以通过调节肠道渗透性和微生物区系来降低断奶仔猪的腹泻率,改善断奶仔猪生长性能。碳水化合物和脂类的代谢是通过肝脏中SCFAs的代谢介导的,因此SCFAs可能间接改变碳水化合物和脂肪的代谢[19]。Marcil等[54]研究表明丁酸可能在结肠上皮癌(Caco-2)细胞影响脂肪代谢,认为其可能调节肠道脂肪的吸收及血液中脂蛋白的浓度,从而减少组织中脂肪的沉积。此外,SCFAs可以调控山羊瘤胃上皮细胞的生成和代谢,维持瘤胃上皮完整性,并促进动物生长[55]

2.4 SCFAs对肠道电解质平衡和矿物质利用的影响

SCFAs的吸收对矿物质的吸收和电解质平衡具有显着影响[56]。Rabbani等[57]使用标记物稀释的稳态灌注技术研究了兔子霍乱毒素(CT)诱导的结肠分泌过程中SCFAs对水和电解质吸收的影响,灌注SCFAs显著降低结肠水的分泌,其中丁酸处理水分泌减少最多,其次是丙酸和乙酸。同时乙酸、丙酸、丁酸均能减少Na+、K+和Cl-的分泌,但丁酸的效果最显著,表明SCFAs可以减少CT诱导的结肠中水和电解质的分泌,维持机体电解质稳态。丁酸盐对氯化钠运输和对肠道中Cl分泌的抗分泌作用发挥强大的促吸收刺激作用[58]。丁酸盐的这些影响通过2种机制发生:1)2种偶联运输系统的作用刺激NaCl吸收,包括Cl-/HCO3-和Na+/H+,Cl-/丁酸盐和Na+/H+ 2个运输系统;2)通过阻断共转运蛋白Na-K-2Cl在基底外侧膜上的活性来抑制Cl-分泌。

研究表明,丁酸盐通过诱导前列腺素E2和磷酸胆碱抑制Cl-分泌,这种抑制可能是由于腺苷酸环化酶的表达和调节继发的细胞内环磷酸腺苷的产生减少[59]。结肠对钠的主动吸收是健康机体贮存水分所必需的,并且在由于体液过度流失而造成的病理状态方面变得非常重要。SCFAs可增进钠吸收,促进结肠上皮细胞增殖与黏膜生长,提供代谢能源,增加肠道血流量,刺激胃肠激素生成,是结肠粘膜重要的营养素。SCFAs阴离子可与钙、磷、镁和锌络合,改善这些矿物质的消化,减少补充矿物质和氮的排泄。SCFAs对植酸磷利用的影响可能是由于胃肠道pH变化更有利于植酸酶水解植酸[60]

然而,过量的SCFAs也会产生不利影响。尤其是在过酸的环境下,游离的SCFAs能迅速穿透外屏障并酸化活组织,从而导致细胞酸化,抑制Na+泵和渗透调节,导致细胞肿胀坏死[61]

2.5 SCFAs对肠道微生物的影响

SCFAs能降低胃肠道pH,抑制或杀死大肠杆菌等有害菌群,促进有益菌的生长,从而改善动物肠道微生物结构。Van Immerseel等[62]研究不同种类的SCFAs对肉仔鸡沙门氏菌感染后定植的影响,发现丁酸可显著降低盲肠中沙门氏菌定植数量,丙酸对定植也有减弱作用。郭传珍等[63]研究表明,饲粮中添加100 mg/kg丁酸钠,能显著减少肉鸡肠道中大肠杆菌数量,显著增加乳酸杆菌数量。对喂食膳食纤维的小鼠的肠道和肺部微生物群落的分析表明,将纤维发酵成SCFAs的细菌科和双歧杆菌科的比例有所增加,然而,低纤维饮食导致微生物群落厚壁菌群增加[64]。在肠道微生态的平衡机制中,由丁酸盐增强的β氧化促使结肠细胞消耗氧,避免致病性大肠杆菌和沙门氏菌的扩张,同时,PPARγ信号传导与调节性T细胞协同维持结肠细胞缺氧,减少肠杆菌的呼吸电子受体,防止其生态失调性扩张,因为兼性厌氧的肠杆菌扩张则是微生态失衡的标志[48]。Cani等[65]提出,结肠上皮细胞的代谢决定着肠道健康,而丁酸的调控在这个过程中起着重要的作用,在抗生素治疗等生态失衡情况下,结肠细胞代谢方式转变为糖酵解,允许致病菌大量生长。此时,免疫细胞会通过GPCRs对丁酸盐产生应答,从而在一定程度上起到缓解作用。

3 SCFAs在畜禽生产中的应用 3.1 在猪饲粮中的应用

寇莎莎等[66]在断奶仔猪上研究发现,饲粮中丁酸钠的最适添加量为0.2%,它能显著提高生长性能和改善健康状况,其试验全期平均日增重显著提高20.23%,平均日采食量显著提高12.19%。李虹瑾等[67]试验表明饲粮中添加0.03%包膜丁酸钠能显著提高断奶仔猪平均日采食量和平均日增重,显著降低料重比,显著降低回肠中大肠杆菌数量,显著增加盲肠和结肠中乳酸杆菌和双歧杆菌数量。黄建华等[68]研究发现,在饲粮中添加1.5%的二甲酸钾,仔猪肠道中乳酸杆菌数量提高,大肠杆菌数量显著降低了34%,且二者比值显著提高。李丹丹等[4]在断奶仔猪上研究报道,饲粮中添加0.1%丁酸钠和0.1%的抗生素效果最佳,其平均日采食量显著提高5.45%,平均日增重显著增加10.81%,免疫器官指数和免疫球蛋白含量也显著提高。钟翔等[69]研究也表明,饲粮中添加1 000 mg/kg的丁酸钠可以提高断奶仔猪生长性能及肠道消化酶活性。以上研究表明饲粮中添加SCFAs或其盐类可能通过够降低胃肠道内容物pH,促进乳酸杆菌等有益菌的生长,提高机体免疫力和饲粮中营养物质的消化率,改善断奶仔猪的生长性能。

3.2 在鸡饲粮中的应用

Ragaa等[70]在肉鸡饲粮中添加5 g/kg甲酸或二甲酸钾能显著提高肉鸡末重,显著降低料重比,改善肠道健康。Sikandar等[2]报道,肉鸡饲粮中添加500或1 000 mg/kg的丁酸钠均能显著提高生长性能,显著提高十二指肠和空肠绒毛高度和绒毛表面积,调节淋巴器官和肠黏膜的形态。张浩等[71]研究表明肉鸡黏膜饲粮中丁酸甘油酯的适宜添加量为500 mg/kg,其能使1~42龄肉鸡平均日增重显著提高9.12%,料重比显著降低5.52%,显著增加十二指肠和空肠绒毛高度,显著降低盲肠大肠杆菌数量,显著提高乳酸杆菌数量。赵民等[72]研究发现饲料中添加500 mg/kg包膜丁酸钠能改善青脚麻种鸡生产性能,使蛋鸡产蛋率显著提高2.76%,高峰期产蛋率和种蛋合格率分别显著提高6.28%、3.16%,死淘率显著降低49.28%。由此可见,SCFAs能够有效提高肉鸡和蛋鸡生产性能,促进肠道发育和健康,但需根据动物品种和生长阶段综合考虑应用剂量。

4 小结

SCFAs具有为机体提供能量、调节机体免疫、调控肠道细胞代谢、维持肠道电解质平衡并促进矿物质的吸收利用和改善肠道菌群结构等多种生物学功能。SCFAs类产品具有无污染、易吸收等优点,在饲料中添加有助于维持和促进动物的健康,提高生产性能。目前,已经广泛应用于畜牧行业。但是SCFAs的作用效果受添加剂量、产品形态、动物品种和生长阶段等多方面的影响。因此,未来的研究应当深入探讨SCFAs的最佳组合方式、最适添加量以及更全面的作用机制。

参考文献
[1]
CANANI R B, DI COSTANZO M, LEONE L, et al. Epigenetic mechanisms elicited by nutrition in early life[J]. Nutrition Research Reviews, 2011, 24(2): 198-205.
[2]
SIKANDAR A, ZANEB H, YOUNUS M, et al. Effect of sodium butyrate on performance, immune status, microarchitecture of small intestinal mucosa and lymphoid organs in broiler chickens[J]. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 2017, 30(5): 690-699. DOI:10.5713/ajas.16.0824
[3]
XIA S, YAO W, ZOU B, et al. Effects of potassium diformate on the gastric function of weaning piglets[J]. Animal Production Science, 2016, 56(7): 1161-1166. DOI:10.1071/AN14507
[4]
李丹丹, 冯国强, 钮海华, 等. 丁酸钠对断奶仔猪生长性能及免疫功能的影响[J]. 动物营养学报, 2012, 24(2): 307-313. DOI:10.3969/j.issn.1006-267x.2012.02.017
[5]
TOPPING D L, CLIFTON P M. Short-chain fatty acids and human colonic function:roles of resistant starch and nonstarch polysaccharides[J]. Physiological Reviews, 2001, 81(3): 1031-1064. DOI:10.1152/physrev.2001.81.3.1031
[6]
KUMAR A, ALREFAI W A, BORTHAKUR A, et al. Lactobacillus acidophilus counteracts enteropathogenic E. coli-induced inhibition of butyrate uptake in intestinal epithelial cells[J]. American Journal of Physiology:Gastrointestinal and Liver Physiology, 2015, 309(7): G602-G607. DOI:10.1152/ajpgi.00186.2015
[7]
TAN J, MCKENZIE C, POTAMITIS M, et al. The role of short-chain fatty acids in health and disease[J]. Advances in Immunology, 2014, 121: 91-119. DOI:10.1016/B978-0-12-800100-4.00003-9
[8]
ROBERFROID M B. Introducing inulin-type fructans[J]. British Journal of Nutrition, 2005, 93(S1): S13-S25. DOI:10.1079/BJN20041350
[9]
MACFARLANE S, MACFARLANE G T. Regulation of short-chain fatty acid production[J]. The Proceedings of the Nutrition Society, 2003, 62(1): 67-72. DOI:10.1079/PNS2002207
[10]
LATTIMER J M, HAUB M D. Effects of dietary fiber and its components on metabolic health[J]. Nutrients, 2010, 2(12): 1266-1289. DOI:10.3390/nu2121266
[11]
MARTIN L J M, DUMON H J W, CHAMP M M J. Production of short-chain fatty acids from resistant starch in a pig model[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 1998, 77(1): 71-80. DOI:10.1002/(ISSN)1097-0010
[12]
ROY C C, KIEN C L, BOUTHILLIER L, et al. Short-chain fatty acids:ready for prime time?[J]. Nutrition in Clinical Practice, 2006, 21(4): 351-366. DOI:10.1177/0115426506021004351
[13]
LOUIS P, HOLD G L, FLINT H J. The gut microbiota, bacterial metabolites and colorectal cancer[J]. Nature Reviews Microbiology, 2014, 12(10): 661-672. DOI:10.1038/nrmicro3344
[14]
TAZOE H, OTOMO Y, KAJI I, et al. Roles of short-chain fatty acids receptors, GPR41 and GPR43 on colonic functions[J]. Journal of Physiology and Pharmacology, 2008, 59(Suppl.2): 251-262.
[15]
FAN P X, LI L S, REZAEI A, et al. Metabolites of dietary protein and peptides by intestinal microbes and their impacts on gut[J]. Current Protein & Peptide Science, 2015, 16(7): 646-654.
[16]
VITAL M, HOWE A C, TIEDJE J M. Revealing the bacterial butyrate synthesis pathways by analyzing (Meta)genomic data[J]. MBio, 2014, 5(2): e00889-14.
[17]
KOH A, DE VADDER F, KOVATCHEVA-DATCHARY P, et al. From dietary fiber to host physiology:short-chain fatty acids as key bacterial metabolites[J]. Cell, 2016, 165(6): 1332-1345. DOI:10.1016/j.cell.2016.05.041
[18]
RIOS-COVIAN D, SALAZAR N, GUEIMONDE M, et al. Shaping the metabolism of intestinal Bacteroides population through diet to improve human health[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 376.
[19]
DEN BESTEN G, LANGE K, HAVINGA R, et al. Gut-derived short-chain fatty acids are vividly assimilated into host carbohydrates and lipids[J]. American Journal of Physiology:Gastrointestinal and Liver Physiology, 2013, 305(12): G900-G910. DOI:10.1152/ajpgi.00265.2013
[20]
REY F E, FAITH J J, BAIN J, et al. Dissecting the in vivo metabolic potential of two human gut acetogens[J]. The Journal of Biological Chemistry, 2010, 285(29): 22082-22090. DOI:10.1074/jbc.M110.117713
[21]
RAGSDALE S W, PIERCE E. Acetogenesis and the Wood-Ijungdahl pathway of CO2 fixation[J]. Biochimica et Biophysica Acta:Proteins and Proteomics, 2008, 1784(12): 1873-1898. DOI:10.1016/j.bbapap.2008.08.012
[22]
SCOTT K P, MARTIN J C, CAMPBELL G, et al. Whole-genome transcription profiling reveals genes up-regulated by growth on fucose in the human gut bacterium "Roseburia inulinivorans"[J]. Journal of Bacteriology, 2006, 188(12): 4340-4349. DOI:10.1128/JB.00137-06
[23]
HOSSEINI E, GROOTAERT C, VERSTRAETE W, et al. Propionate as a health-promoting microbial metabolite in the human gut[J]. Nutrition Reviews, 2011, 69(5): 245-258. DOI:10.1111/nure.2011.69.issue-5
[24]
DUNCAN S H, BARCENILLA A, STEWART C S, et al. Acetate utilization and butyryl coenzyme A (CoA):acetate-CoA transferase in butyrate-producing bacteria from the human large intestine[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2002, 68(10): 5186-5190. DOI:10.1128/AEM.68.10.5186-5190.2002
[25]
CUMMINGS J H, BINGHAM S A, HEATON K W, et al. Fecal weight, colon cancer risk, and dietary intake of nonstarch polysaccharides (dietary fiber)[J]. Gastroenterology, 1992, 103(6): 1783-1789. DOI:10.1016/0016-5085(92)91435-7
[26]
MACFARLANE S, QUIGLEY M E, HOPKINS M J, et al. Polysaccharide degradation by human intestinal bacteria during growth under multi-ubstrate limiting conditions in a three-tage continuous culture system[J]. FEMS Microbiology Ecology, 1998, 26(3): 231-243.
[27]
BYRNE C S, CHAMBERS E S, MORRISON D J, et al. The role of short chain fatty acids in appetite regulation and energy homeostasis[J]. International Journal of Obesity, 2015, 39(9): 1331-1338. DOI:10.1038/ijo.2015.84
[28]
KIM M, QIE Y Q, PARK J, et al. Gut microbial metabolites fuel host antibody responses[J]. Cell Host & Microbe, 2016, 20(2): 202-214.
[29]
RICHARDS J L, YAP Y A, MCLEOD K H, et al. Dietary metabolites and the gut microbiota:an alternative approach to control inflammatory and autoimmune diseases[J]. Clinical & Translational Immunology, 2016, 5(5): e82.
[30]
CHANG P V, HAO L M, OFFERMANNS S, et al. The microbial metabolite butyrate regulates intestinal macrophage function via histone deacetylase inhibition[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2014, 111(6): 2247-2252. DOI:10.1073/pnas.1322269111
[31]
LE POUL E, LOISON C, STRUYF S, et al. Functional characterization of human receptors for short chain fatty acids and their role in polymorphonuclear cell activation[J]. Journal of Biological Chemistry, 2003, 278(28): 25481-25489. DOI:10.1074/jbc.M301403200
[32]
MASLOWSKI K M, VIEIRA A T, NG A, et al. Regulation of inflammatory responses by gut microbiota and chemoattractant receptor GPR43[J]. Nature, 2009, 461(7268): 1282-1286. DOI:10.1038/nature08530
[33]
ARPAIA N, CAMPBELL C, FAN X Y, et al. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation[J]. Nature, 2013, 504(7480): 451-455. DOI:10.1038/nature12726
[34]
FURUSAWA Y, OBATA Y, FUKUDA S, et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells[J]. Nature, 2013, 504(7480): 446-450. DOI:10.1038/nature12721
[35]
THANGARAJU M, CRESCI G A, LIU K B, et al. GPR109A is a G-protein-coupled receptor for the bacterial fermentation product butyrate and functions as a tumor suppressor in colon[J]. Cancer Research, 2009, 69(7): 2826-2832. DOI:10.1158/0008-5472.CAN-08-4466
[36]
SINGH N, GURAV A, SIVAPRAKASAM S, et al. Activation of GPR109A, receptor for niacin and the commensal metabolite butyrate, suppresses colonic inflammation and carcinogenesis[J]. Immunity, 2014, 40(1): 128-139. DOI:10.1016/j.immuni.2013.12.007
[37]
KIM H J, BAE S C. Histone deacetylase inhibitors:molecular mechanisms of action and clinical trials as anti-cancer drugs[J]. American Journal of Translational Research, 2011, 3(2): 166-179.
[38]
FLINT H J, SCOTT K P, LOUIS P, et al. The role of the gut microbiota in nutrition and health[J]. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology, 2012, 9(10): 577-589.
[39]
DAVIE J R. Inhibition of histone deacetylase activity by butyrate[J]. Journal of Nutrition, 2003, 133(7 Suppl): 2485S-2493S.
[40]
LIU H, WANG J, HE T, et al. Butyrate:a double-edged sword for health?[J]. Advances in Nutrition, 2018, 9(1): 21-29.
[41]
SUN M M, WU W, LIU Z J, et al. Microbiota metabolite short chain fatty acids, GPCR, and inflammatory bowel diseases[J]. Journal of Gastroenterology, 2017, 52(1): 1-8. DOI:10.1007/s00535-016-1242-9
[42]
LIN M Y, DE ZOETE M R, VAN PUTTEN J P M, et al. Redirection of epithelial immune responses by short-chain fatty acids through inhibition of histone deacetylases[J]. Frontiers in Immunology, 2015, 6: 554.
[43]
VINOLO M A R, HATANAKA E, LAMBERTUCCI R H, et al. Effects of short chain fatty acids on effector mechanisms of neutrophils[J]. Cell Biochemistry & Function, 2009, 27(1): 48-55.
[44]
GURAV A, SIVAPRAKASAM S, BHUTIA Y D, et al. SLC5A8, a Na+-coupled high-affinity transporter for short-chain fatty acids, is a conditional tumor suppressor in colon that protects against colitis and colon cancer under low-fiber dietary conditions[J]. The Biochemical Journal, 2015, 469(2): 267-278.
[45]
PARK J, KIM M, KANG S G, et al. Short-chain fatty acids induce both effector and regulatory T cells by suppression of histone deacetylases and regulation of the mTOR-S6K pathway[J]. Mucosal Immunology, 2015, 8(1): 80-93. DOI:10.1038/mi.2014.44
[46]
ISHIKAWA T, NANJO F. Dietary cycloinulooligosaccharides enhance intestinal immunoglobulin A production in mice[J]. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2009, 73(3): 677-682. DOI:10.1271/bbb.80733
[47]
NEPELSKA M, DE WOUTERS T, JACOUTON E, et al. Commensal gut bacteria modulate phosphorylation-dependent PPARγ transcriptional activity in human intestinal epithelial cells[J]. Scientific Reports, 2017, 7: 43199. DOI:10.1038/srep43199
[48]
BYNDLOSS M X, OLSAN E E, RIVERA-CHÁVEZ F, et al. Microbiota-activated PPAR-γ signaling inhibits dysbiotic Enterobacteriaceae expansion[J]. Science, 2017, 357(6351): 570-575. DOI:10.1126/science.aam9949
[49]
MA X, FAN P X, LI L S, et al. Butyrate promotes the recovering of intestinal wound healing through its positive effect on the tight junctions[J]. Journal of Animal Science, 2012, 90(Suppl.4): 266-268.
[50]
KIMURA I, INOUE D, MAEDA T, et al. Short-chain fatty acids and ketones directly regulate sympathetic nervous system via G protein-coupled receptor 41 (GPR41)[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108(19): 8030-8035. DOI:10.1073/pnas.1016088108
[51]
TONG L C, WANG Y, WANG Z B, et al. Propionate ameliorates dextran sodium sulfate-induced colitis by improving intestinal barrier function and reducing inflammation and oxidative stress[J]. Frontiers in Pharmacology, 2016, 7: 253.
[52]
PENG L Y, LI Z R, GREEN R S, et al. Butyrate enhances the intestinal barrier by facilitating tight junction assembly via activation of AMP-activated protein kinase in Caco-2 cell monolayers[J]. The Journal of Nutrition, 2009, 139(9): 1619-1625. DOI:10.3945/jn.109.104638
[53]
HUANG C, SONG P X, FAN P X, et al. Dietary sodium butyrate decreases postweaning diarrhea by modulating intestinal permeability and changing the bacterial communities in weaned piglets[J]. The Journal of Nutrition, 2015, 145(12): 2774-2780. DOI:10.3945/jn.115.217406
[54]
MARCIL V, DELVIN E, SEIDMAN E, et al. Modulation of lipid synthesis, apolipoprotein biogenesis, and lipoprotein assembly by butyrate[J]. American Journal Physiology:Gastrointestinal and Liver Physiology, 2002, 283(2): G340-G346. DOI:10.1152/ajpgi.00440.2001
[55]
SHEN H, LU Z Y, XU Z H, et al. Associations among dietary non-fiber carbohydrate, ruminal microbiota and epithelium G-protein-coupled receptor, and histone deacetylase regulations in goats[J]. Microbiome, 2017, 5(1): 123.
[56]
KUNZELMANN K, MALL M. Electrolyte transport in the mammalian colon:mechanisms and implications for disease[J]. Physiological Reviews, 2002, 82(1): 245-289. DOI:10.1152/physrev.00026.2001
[57]
RABBANI G H, ALBERT M J, RAHMAN H, et al. Short-chain fatty acids inhibit fluid and electrolyte loss induced by cholera toxin in proximal colon of rabbit in vivo[J]. Digestive Diseases and Sciences, 1999, 44(8): 1547-1553. DOI:10.1023/A:1026650624193
[58]
BINDER H J, MEHTA P. Short-chain fatty acids stimulate active sodium and chloride absorption in vitro in the rat distal colon[J]. Gastroenterology, 1989, 96(4): 989-996. DOI:10.1016/0016-5085(89)91614-4
[59]
VIDYASAGAR S, RAMAKRISHNA B S. Effects of butyrate on active sodium and chloride transport in rat and rabbit distal colon[J]. Journal of Physiology, 2010, 539(1): 163-173.
[60]
LIEM A, PESTI G M, EDWARDS H M Jr. The effect of several organic acids on phytate phosphorus hydrolysis in broiler chicks[J]. Poultry Science, 2008, 87(4): 689-693. DOI:10.3382/ps.2007-00256
[61]
HUANG X Z, LI Z R, ZHU L B, et al. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase attenuates butyrate-induced intestinal barrier impairment in a Caco-2 cell monolayer model[J]. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 2014, 59(2): 264-269.
[62]
VAN IMMERSEEL F, FIEVEZ V, DE BUCK J, et al. Microencapsulated short-chain fatty acids in feed modify colonization and invasion early after infection with Salmonella enteritidis in young chickens[J]. Poultry Science, 2004, 83(1): 69-74. DOI:10.1093/ps/83.1.69
[63]
郭传珍, 曹兵海. 丁酸钠对肉鸡肠道pH值、微生物菌群和挥发性脂肪酸的影响研究[J]. 中国家禽, 2009, 31(21): 14-17, 21.
[64]
TROMPETTE A, GOLLWITZER E S, YADAVA K, et al. Gut microbiota metabolism of dietary fiber influences allergic airway disease and hematopoiesis[J]. Nature Medicine, 2014, 20(2): 159-166.
[65]
CANI P D. Gut cell metabolism shapes the microbiome[J]. Science, 2017, 357(6351): 548-549. DOI:10.1126/science.aao2202
[66]
寇莎莎, 王诏升, 徐德旺, 等. 日粮中添加不同水平丁酸钠对断奶仔猪生长性能、腹泻率及血液生化指标的影响[J]. 中国畜牧兽医, 2018, 45(7): 1841-1848.
[67]
李虹瑾, 沙万里, 尹柏双, 等. 包膜丁酸钠对断奶仔猪肠道菌群及生长性能的影响[J]. 家畜生态学报, 2017, 38(9): 30-34. DOI:10.3969/j.issn.1673-1182.2017.09.006
[68]
黄建华, 李春莲, 杨凤梅, 等. 二甲酸钾对断奶仔猪大肠杆菌和乳酸杆菌的影响[J]. 湖北农业科学, 2013, 52(1): 124-126. DOI:10.3969/j.issn.0439-8114.2013.01.035
[69]
钟翔, 黄小国, 陈莎莎, 等. 丁酸钠对断奶仔猪生长性能和肠道消化酶活性的影响[J]. 动物营养学报, 2009, 21(5): 719-726. DOI:10.3969/j.issn.1006-267x.2009.05.017
[70]
RAGAA N M, KORANY R M S. Studying the effect of formic acid and potassium diformate on performance, immunity and gut health of broiler chickens[J]. Animal Nutrition, 2016, 2(4): 296-302. DOI:10.1016/j.aninu.2016.08.003
[71]
张浩, 董磊, 王英俊, 等. 丁酸甘油酯对肉鸡生长性能、养分表观消化率、屠宰性能、肠道形态及微生物菌群的影响[J]. 中国畜牧兽医, 2016, 43(8): 2013-2019.
[72]
赵民, 徐小芳, 余荣. 包膜丁酸钠对青脚麻种鸡生产性能的影响[J]. 饲料工业, 2012, 33(20): 33-34.