2. 中国科学院大学现代农业科学学院, 北京 100049;
3. 广西大学动物科学技术学院, 南宁 530004
2. College of Advance Agricultural Sciences, University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China;
3. Department of Animal Science, Guanxi University, Nanning 530004, China
近年来，高谷物饲粮已成为提升反刍动物养殖经济效益的一种营养策略。淀粉(starch)作为高谷物饲粮的重要能源物质，充分研究其在反刍动物胃肠道中感应、转运和吸收等生理过程，对于指导畜牧生产、通过营养调控手段实现养殖业提质增效具有重要意义。
饲粮中约80%淀粉被瘤胃微生物降解成挥发性脂肪酸(volatile fatty acid, VFA)，经瘤胃上皮吸收，为机体提供能量。高谷物饲粮中5%~20%淀粉到达小肠，并经胰α淀粉酶作用生成寡糖、低聚糖、二糖或单糖[1]，然后在位于肠上皮内的感应受体和转运载体的作用下被吸收利用。肠道内的营养物质感应受体主要是G-蛋白偶联受体(G-protein-coupled receptors, GPCRs)[2-3]，如感应糖类物质的甜味受体Ⅰ型味觉受体2/Ⅰ型味觉受体3(taste receptor type 1 member 2/taste receptor type 1 member3, T1R2/T1R3)。甜味受体T1R2/T1R3是由第一味觉受体家族(taste receptor family 1, T1Rs)中T1R2和T1R3构成的异二聚体，是人类及部分哺乳动物口腔及胃肠道内的主要甜味物质感应受体[4-6]。T1R2/T1R3感知肠腔中葡萄糖[4, 7]，激活级联信号转导通路，促使肠道味觉化学感应细胞(taste-chemosensory cells, TCS)活化，一方面将甜味信号分子以及肠腔内葡萄糖信号传导给神经系统，另外一方面激活钠/葡萄糖共转运载体1(sodium-glucose linked transporter 1, SGLT1)和葡萄糖转运蛋白2(glucose transporters 2, GLUT2)实现单糖的转运。单糖或人工甜味剂与其关键位点结合，活化α-味移导素(α-gustducin)，并产生活性的G蛋白α亚基和游离β、γ亚基[8]。α亚基通过环磷酸腺苷(cAMP)途径引起胞外Ca2+内流，使TCS去极化；β、γ亚基激活磷脂酶C-β2(phospholipaseC-β2, PLC-β2)使其发生异构化，分解磷脂酰肌醇二磷酸(PIP2)产生三磷酸肌醇(IP3)和二酰甘油(DAG)，使内质网储存的大量Ca2+释放到细胞质中，引起瞬态受体电位阳离子通道的开放，促进Na+内流而使TCS去极化[9-13]。T1R2/T1R3介导信号通路能促进肠道激素如胃泌素抑制肽(gastrin inhibitory peptide, GIP)、胰高血糖素样肽-1(glucagon-like peptide-1, GLP-1)和胰高血糖素样肽-2(glucagon-like peptide-2, GLP-2)的分泌[14]，并促进SGLT1的表达[15]。有研究证实甜味受体T1R2/T1R3与SGLT1和GLUT2的表达呈显著正相关[16]。在实际生产中，给反刍动物饲喂高淀粉饲粮无疑会使过瘤胃淀粉比率增加，因而使得小肠单糖浓度升高，猜测这一系列变化将活化肠道甜味化学感应细胞，激活T1R2/T1R3信号转导通路，并对在葡萄糖感知、吸收转运以及肠道激素分泌等方面发挥重要作用。对甜味受体的研究可以为提高淀粉在小肠内的消化利用率提供新的思路。因此，本研究旨在探明成年黑山羊采食高、低淀粉饲粮对甜味受体T1R2/T1R3及其信号通路元件基因表达以及肠道激素浓度的影响，为反刍动物饲粮配制及营养调控提供科学依据。
1 材料与方法 1.1 试验设计选用20只体况良好、体重[(17.50±2.67) kg]相近的(10.0±0.5)月龄雄性湘东黑山羊作为试验动物，随机分为2组(每组10只)，分别饲喂以玉米粉和玉米皮为主要能量饲料的高淀粉饲粮(50.4%，HS组)和低淀粉饲粮(13.1%，LS组)。饲粮配方参照NRC(2012)标准配制，精粗比为75 ∶ 25，饲粮组成及营养水平见表 1。试验动物单笼饲养，每天08:00和18:00各饲喂1次，自由饮水，预试期10 d，正试期38 d。试验期间，每天记录饲喂量和余料量，计算日采食量(剩料 < 5%)，试验最后1周全收集粪、尿，用于计算营养物质表观消化率。本试验所涉及动物饲养管理与屠宰流程符合中国科学院亚热带农业生态研究所动物实验伦理委员会的动物伦理要求。
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表 1 饲粮组成及营养水平(干物质基础) Table 1 Composition and nutrient levels of diets (DM basis) |
精料、粗料和粪样中常规营养成分含量均参照AOAC(1990)[17]方法进行测定。干物质含量采用烘干法(GB/T 6435—2014)测定；能量(GE)采用氧弹式量热计方法(ISO/9831—1998)，利用等温式全自动量热仪(Cskaide, 5E-AC8018)测定；粗蛋白质(CP)含量采用凯氏定氮法(GB/T 6432—2018)测定；中性洗涤纤维(NDF，GB/T 20806—2006)和酸性洗涤纤维(ADF，NY/T 1459—2007)含量采用范氏洗涤纤维法，利用自动纤维分析仪(Gerhardt, Fibretherm FT 12)测定；粗灰分(Ash)以及有机物(OM)含量采用灼烧法(GB/T 6438—1992)测定；纤维素含量参照李华等[18]的方法测定；粗脂肪(CF)含量采用索氏抽提法(GB/T 6433—2006)，利用全自动脂肪测定仪(Gerhardt, SOX 402 Micro/SOX 416 Macro)测定；淀粉含量参照GB/T 5009.159—2003的酶水解法测定。为保证数据的可靠性，每个样品单个营养成分含量测定均设定2个平行。营养物质表观消化率计算公式如下：
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饲养试验结束，试验羊称重、屠宰和采集样品。分别取十二指肠中段、空肠前端(0.5 m)和回肠末端(2~3 cm)处的组织样品，生理盐水冲洗3~5次，4%多聚甲醛组织固定液固定12~24 h，苏木精-伊红(HE)染色法用于形态学观察；各肠道相同位置取5~10 cm组织样品，生理盐水冲洗3~5次，液氮冻存，转移至-80 ℃冰箱保存，用于提取RNA。收集十二指肠、空肠和回肠内容物20 g，液氮冻存，转移至-80 ℃冰箱保存，用于测定肠道内容物激素及葡萄糖浓度。
1.4 肠道黏膜形态学检测参考Lesmeister等[19]的组织切片法，将肠道固定样品经洗涤、脱水、透明、浸蜡、包埋、染色和封片等处理，用正置荧光显微镜(Olympus, BX51)观察肠道黏膜形态结构。用图像采集处理软件(DP2-BSW)测量小肠绒毛高度、绒毛宽度和隐窝深度，每个切片读取6次数值。
1.5 肠道内容物激素浓度测定参照酶联免疫吸附试验(ELISA)试剂盒说明书(凡科维)，用酶标仪(Raytort-6100)测定肠道内容物和肠道黏膜中的GLP-1、GLP-2、胆囊收缩素(CCK)、GIP和酪酪肽(Pyy)的浓度[20]。
1.6 肠道甜味受体基因表达量测定将-80 ℃组织样品解冻，用Trizol(Invitrogen, 美国)试剂盒参照产品说明从样品中提取总RNA[21]。用DNase I (Thermo Scientific, 美国)清除DNA分子，使用NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, 美国)测定RNA质量和浓度，并用凝胶电泳检测所提取的RNA的完整性。随后立即用PrimeScriptTM RT试剂盒(TaKaRa, 日本)对符合质量要求的RNA逆转录为cDNA。将制备的cDNA样品进一步纯化、定量并稀释至相同初始浓度，-20 ℃保存。根据GenBank中发表的山羊基因序列设计，使用Primer premier 6.0软件进行目的基因和内参基因[甘油醛-3-磷酸脱氢酶(glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, GAPDH)]的引物设计，并用Primer BLAST工具在线进行引物特异性分析。引物由生工生物工程(上海)股份有限公司合成，引物序列及参数见表 2。
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表 2 引物序列及参数 Table 2 Primer sequences and parameters |
在Lightcycler 480Ⅱ实时荧光定量PCR(RT-PCR)系统(Roche，瑞士)中进行，参照TaKaRa定量试剂盒(TB GreenⓇPremix Ex TaqTM Ⅱ, Tli RNaseH Plus)说明提供的体系和条件进行反应。根据目的基因和内参基因的阈值循环(Ct)，采用2-△Ct法计算样品中各目的基因表达量。
1.7 数据统计试验数据先经Excel 2016进行汇总，再使用SPSS 24进行数据统计分析，用one-way ANOVA程序进行方差分析，试验结果均以平均值(mean)及均值标准误(SEM)表示，设定P < 0.05为差异显著，0.05≤P < 0.15为有变化趋势。
2 结果 2.1 高、低淀粉饲粮对山羊营养物质摄入量和营养物质表观消化率的影响由表 3可知，在营养物质摄入量方面，虽然2组山羊DM、OM和GE摄入量无显著差异(P>0.05)，但是HS组山羊摄入的CP、NDF和ADF均较LS组显著降低(P < 0.05)，而淀粉的摄入量显著提高(P < 0.05)；在表观消化率方面，与LS组比，HS组中淀粉、DM和OM的表观消化率均显著提高(P < 0.05)，但NDF、ADF和CP的表观消化率均显著下降(P < 0.05)。
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表 3 高、低淀粉饲粮对山羊营养物质摄入量和表观消化率的影响 Table 3 Effects of high and low starch diets on intake and apparent digestibility of nutrients in goats |
由表 4可知，HS组十二指肠绒毛高度(P=0.072)和隐窝深度(P=0.084)低于LS组，但绒毛高度/隐窝深度(V/C)在2组间没有显著差异(P>0.05)；空肠和回肠的绒毛高度、隐窝深度及V/C均无显著差异(P>0.05)。
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表 4 高、低淀粉饲粮对山羊小肠肠道黏膜结构的影响 Table 4 Effects of high starch and low starch diets on intestinal mucosal structure in goats |
由图 1可知，各营养物质表观消化率对十二指肠和空肠黏膜结构的影响程度大于回肠，且淀粉表观消化率与空肠的绒毛高度(r=-0.27, P < 0.01)和隐窝深度(r=-0.29, P=0.02)呈显著负相关，而空肠绒毛高度和隐窝深度与CP、ADF和NDF表观消化率呈显著正相关性，绒毛高度与CP、ADF和NDF表观消化率正相关系数分别为0.34、0.28和0.27(P < 0.01、P < 0.01和P < 0.01)，隐窝深度与CP、ADF和NDF表观消化率的相关系数分别为0.30、0.25和0.22(P < 0.05、P=0.22和P=0.36)。
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NDF_AD：中性洗涤纤维表观消化率；ADF_AD：酸性洗涤纤维表观消化率；CP_AD：粗蛋白质表观消化率；Starch_AD：淀粉表观消化率；DMI：干物质采食量dry matter intake；VH_duodenum：十二指肠的绒毛高度；CD_duodenum：十二指肠的隐窝深度；V/C_duodenum：十二指肠的绒毛高度/隐窝深度；VH_Jejunum：空肠的绒毛高度；CD_Jejunum：空肠的隐窝深度；V/C_Jejunum：空肠的绒毛高度/隐窝深度；VH_ileum：回肠的绒毛高度；CD_ileum：回肠的隐窝深度；V/C_ileum：回肠的绒毛高度/隐窝深度；JGlucose-conc：空肠内容物葡萄糖浓度；IGlucose-conc：回肠内容物葡萄糖浓度。下图同the same as below。 图 1 山羊营养物质表观消化率、回肠内容物葡萄糖浓度与小肠黏膜结构的相关性分析 Fig. 1 Correlation analysis between nutrient apparent digestibility and glucose concentration of ileal chyme with intestinal mucosal structure of small intestine in goats |
由表 5可知，回肠黏膜中CKK、GLP-1、GLP-2、Pyy和GIP浓度在2组间无显著差异(P>0.05)；HS组回肠内容物GLP-1浓度显著高于LS组(P < 0.05)，但2组间Pyy、GIP、CCK和GLP-2浓度无显著差异(P>0.05)。
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表 5 高、低淀粉饲粮对山羊回肠黏膜和内容物中激素浓度的影响 Table 5 Effects of high and low starch diets on gastrointestinal hormone concentrations in ileal mucosa and chyme in goats |
由图 2可知，回肠黏膜中各激素浓度的相关性强且具有协同效应(聚类分析)，其中Pyy浓度与GLP-2、GLP-1浓度的相关系数分别为0.82(P < 0.01)和0.73(P < 0.01)，而GLP-1与GLP-2浓度间的相关系数为0.60(P < 0.01)。从营养学角度分析，回肠黏膜中CCK(r=0.27，P < 0.01)、GLP-2(r=0.20，P=0.08)和Pyy(r=0.22，P < 0.05)浓度与淀粉摄入量呈正相关，而GLP-1(r=-0.01，P=0.49)和GIP(r=-0.11，P=0.14)浓度则与淀粉摄入量呈负相关性；同时，表中肠道激素浓度与CP、NDF和ADF摄入量的相关性与淀粉摄入量的相关性相反(图 2)。
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ADF_intake：酸性洗涤纤维摄入量；NDF_intake：中性洗涤纤维摄入量；CP_intake：粗蛋白质摄入量；Starch_intake：淀粉摄入量；GIP：胃泌素抑制肽gastric inhibitory polypeptide；GLP-1：胰高血糖素样肽-1 glucagon-like peptide-1；GLP-2：胰高血糖素样肽-2 glucagon-like peptide-2；CCK：胆囊收缩素cholecystokinin；Pyy：酪酪肽peptide tyrosine-tyrosine。下图同the same as below。 图 2 山羊营养物质摄入量与回肠黏膜中激素浓度的相关性分析 Fig. 2 Correlation analysis of nutrient intake and gastrointestinal hormone concentrations of ileal mucosa in goats |
由表 6可知，除HS组空肠中α-gustducin的基因表达量显著低于LS组(P < 0.05)之外，其余甜味受体通路元件包括T1R3、α-gustducin、TRPM5、GLUT2和SGLT1基因在十二指肠、空肠和回肠的表达量在2组间均无显著差异(P>0.05)。
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表 6 高、低淀粉饲粮对山羊甜味受体以及通路关键元件基因表达量的影响 Table 6 Effects of high and low starch diets on gene expressions of sweet taste receptors and key elements of its signaling pathway in goats |
由图 3可知，空肠中T1R3、TRPM5、SGLT1和GLUT2基因表达量与淀粉摄入量存在一定的正相关性，空肠α-gustducin基因表达量与淀粉表观消化率间则存在一定的负相关(r=-0.21，P=0.08)。与淀粉表观消化率相比，空肠T1R3、TRPM5基因表达量与CP、ADF和NDF表观消化率的相关系数更低(r < 0.05, P>0.05)，而GLUT2和SGLT1基因表达量与CP、ADF和NDF表观消化率间则呈负相关(-0.10 < r < -0.05, P>0.05)。回肠T1R3(r=-0.10, P < 0.01)和α-gustducin(r=-0.34, P < 0.01)的基因表达量与淀粉表观消化率呈显著负相关，回肠T1R3基因表达量与CP、ADF和NDF的表观消化率呈显著正相关(0.02 < r < 0.03, P < 0.01)。肠道内容物葡萄糖浓度与回肠α-gustducin、GLUT2、TRPM5和SGLT1的基因表达量呈显著正相关(r < 0.30，P < 0.05)，与空肠GLUT2基因表达量呈显著正相关(r=0.21, P < 0.05)。此外，肠道内容物葡萄糖浓度与空肠内甜味受体关键元件T1R3与SGLT1基因表达量相关系数为0.93(P < 0.01)，与空肠TRPM5基因表达量的相关系数为0.66(P < 0.01)，与空肠GLUT2基因表达量的相关系数为0.48(P < 0.01)。
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NDF_AD：酸性洗涤纤维表观消化率；ADF_AD：中性洗涤纤维表观消化率；CP_AD：粗蛋白质表观消化率；Starch_AD：淀粉表观消化率；GLUT2：葡萄糖转运蛋白2 glucose transporters 2；TRPM5：瞬时受体电位离子通道蛋白M型5 transient receptor potential cation channel subfamily M member 5；T1R3：Ⅰ型味觉受体3 taste receptor type 1 member 3；SGLT1：钠/葡萄糖共转运载体1 sodium-glucose linked transporter 1；α-gustducin：α-味移导素。下图同the same as below。 图 3 空肠(左)、回肠(右)的甜味受体及通路关键元件基因表达量与营养物质表观消化率的相关性分析 Fig. 3 Correlation analysis between gene expressions of sweet taste receptors and its key elements of its signaling pathway with nutrient apparent digestibility in jejunum (left) and ileum (right) |
由表 7可知，HS组空肠和回肠内容物中葡萄糖浓度均显著高于LS组(P < 0.05)。
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表 7 高、低淀粉饲粮对山羊小肠内容物葡萄糖浓度的影响 Table 7 Effects of high and low starch diets on glucose concentration in small intestinal chyme in goats |
由图 4可知，回肠T1R3基因表达量与回肠黏膜中CCK浓度的相关系数为-0.36(P＜0.01)。回肠内容物葡萄糖浓度跟肠道黏膜GLP-1浓度的相关系数为0.48(P＜0.01)，与GIP浓度的相关系数为0.45(P＜0.01)，与Pyy浓度的相关系数为0.45(P＜0.01)。回肠SGLT1和α-gustducin基因表达量与肠道内容物葡萄糖浓度的相关系数分别为0.28(P＜0.05)和0.26(P＜0.05)。
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Crypt_depth：隐窝深度；Villus_height：绒毛高度；V/C：绒毛高度/隐窝深度villus height/crypt depth。 图 4 营养物质摄入量、表观消化率、回肠黏膜激素浓度和回肠甜味受体通路元件基因表达量间的相关性分析 Fig. 4 Correlation analysis of intake and apparent digestibility of nutrients, gastrointestinal hormone concentrations, and gene expressions of key elements of ileal sweet taste receptor signaling pathway |
反刍动物对甜味和鲜味存在一定偏好，研究发现饲粮中水溶性碳水化合物含量升高可促进动物采食。淀粉在反刍动物小肠内消化的终产物为葡萄糖，而甜味受体T1R2/T1R3通过其介导的信号转导通路实现对葡萄糖的感应，但是摄入高淀粉饲粮对甜味受体T1R2/T1R3介导的信号通路(α-gustducin、TRPM5)以及葡萄糖转运载体(SGLT1、GLUT2)基因表达的影响尚未见报道。
小肠黏膜结构易受饲粮结构的影响，研究证实各类营养物质如蛋白质、淀粉或脂肪，能促进小肠发育[22-24]。Žitñan等[25]报道称，高精料饲粮可影响十二指肠、空肠的肠绒毛高度以及十二指肠隐窝深度，但王艳红[26]指出饲粮淀粉水平并不影响除空肠绒毛高度以外的小肠形态。本试验中，高淀粉饲粮使山羊十二指肠和空肠绒毛高度分别下降了23.92%和18.38%，使十二指肠隐窝深度下降了22.73%。而高淀粉饲粮对回肠黏膜结构无显著影响，这与王艳红[26]报道一致。本研究中，饲粮淀粉表观消化率与肠道黏膜结构间呈弱相关性，可能是本试验中采用10月龄的育肥山羊为试验动物，其肠道发育趋于成熟，受饲粮的影响较小，这可能与瘤胃微生物降解淀粉生成的挥发性脂肪酸有关(挥发性脂肪酸能改善肠道屏障功能，保护上皮完整性)[27-28]。
甜味受体T1R2/T1R3具有肠道甜味感受及调节葡萄糖动态平衡的作用，肠腔内甜味物质被肠上皮细胞顶端的甜味受体感知，促使肠道激素的释放。本试验中HS组回肠黏膜和肠道内容物中的GLP-1和GLP-2浓度都略高于LS组，但二者间无显著差异。其原因可能是GLP-1分泌后被快速水解或与受体(GLP-1R)结合而发生自身磷酸化反应，导致了肠黏膜组织内GLP-1浓度差异不显著。GLP-1、GLP-2等肠道激素的分泌受肠腔内单糖浓度的影响，肠道激素浓度跟淀粉摄入量呈正相关性(与CP、ADF和NDF摄入量呈负相关性)，但相关系数不高，这也在一定程度说明了淀粉摄入量是影响肠道激素浓度的重要因素。另外，因屠宰时需要采取饥饿处理，故本试验中测定的肠道激素浓度仅代表在低营养状态下的特征值，这有可能是本研究肠道激素浓度差异不显著以及相关性系数不高的一个原因。
山羊肠道中广泛表达甜味受体T1R2/T1R3，但随着日龄的增长而表达量下降[16]，而且随着瘤胃功能逐渐发育完善，瘤胃微生物对淀粉起主导消化作用。此外，饲粮能量水平也会影响T1R2/T1R3基因表达。高糖摄入增加血糖浓度，使甜味受体介导的GLP-1等降血糖素的分泌增加，引起T1R2/T1R3基因的表达量降低[29]。本研究中甜味受体和通路元件的基因表达量之间呈上调或下调的协同变化趋势，免疫荧光共定位试验证明甜味受体蛋白及下游信号蛋白α-gustducin、TRPM5之间存在共表达关系[30]。综合分析，回肠和空肠各特征值间的相关性结果显示，淀粉是甜味信号通路相关元件和葡萄糖转运载体基因表达的主要影响因素。在肠道中，甜味受体、肠道激素、葡萄糖转运载体及肠道内葡萄糖浓度间组成一个动态稳衡网络，本试验中HS组甜味受体介导信号通路元件的基因表达量无显著变化，原因可能是机体为了维持糖代谢，通过降低关键元件的基因表达而减少糖的摄入，但这个猜测需进一步验证。
山羊十二指肠和空肠是甜味受体表达的主要部位[17]。本试验中空肠甜味受体T1R2/T1R3通路元件基因表达量高于回肠和十二指肠，空肠内容物葡萄糖的浓度也高于回肠，说明空肠可能是糖类消化吸收的主要场所。肠中单糖、寡糖或其类似物均可直接调控肠黏膜中SGLT1的基因表达[31]，但本试验中不同水平淀粉饲粮对肠道中SGLT1、GLUT2的基因表达量无显著影响，但空肠中SGLT1、GLUT2基因表达量与空肠内容物中葡萄糖浓度呈正相关。而回肠中则表现出相反的结果，可能是空肠作为短链碳水化合物消化吸收的主要场所，导致进入回肠内葡萄糖浓度低。本试验结果显示，T1R3、SGLT1和GLUT2在肠道内的基因表达具有协同关系，甜味受体的基因表达量与SGLT1、GLUT2基因表达量之间呈正相关[16]。针对幼龄羔羊，因瘤胃功能尚未发育成熟，进入小肠的葡萄糖浓度增加，直接刺激羔羊肠腔中葡萄糖转运载体基因mRNA的表达，进而增加羔羊小肠葡萄糖转运载体SGLT-1和GLUT-2的表达量[32]，而成年绵羊肠腔葡萄糖浓度低，肠道上皮细胞绒毛顶端的SGLT1的表达量就相对较低，但经30 mmol/L的葡萄糖(≈5 g/L)灌注后，SGLT1表达量在短时间内即可恢复并使葡萄糖转运能力提高[33]，与本试验HS组回肠以及空肠SGLT1基因表达量上调相一致。本试验肠道内容物葡萄糖浓度(0.13 g/L)可能是因为采样时间点无法与肠道消化时间点吻合，所测定的肠道内容物葡萄糖浓度低。十二指肠中SGLT1、GLUT2基因表达量无显著差异可能是因为流通速度过快，也可能是因为采样时间点无法与胃排空时间点吻合。文献报道称，T1R2/T1R3表达量与SGLT1和GLUT2的表达量是显著相关[16]，这与本研究中肠道基因表达量的结果是基本一致的。高淀粉饲粮对甜味受体表达的影响可能是进入肠腔内的葡萄糖被甜味受体感应，通过甜味受体的信号传导通路来活化细胞，促使肠道激素的分泌，提高SGLT1基因表达[7]，这也是为何前期研究中显示在饲粮中添加人工甜味剂能提高SGLT1的表达[7]。另外，甜味受体作为葡萄糖的感受器而调控葡萄糖平衡，高葡萄糖浓度逆向下调甜味受体基因表达，机体可能通过感受肠腔的葡萄糖浓度来上调或下调甜味受体基因表达，调控肠道激素如GLP-1、GLP-2和GIP等的分泌，进而影响SGLT1和GLUT2的表达[6]。
4 结论本试验条件下，高淀粉饲粮对成年山羊肠道甜味受体T1R2/T1R3及其关键通路元件TRPM5、葡萄糖转运载体(SGLT1、GLUT2)的基因表达量以及回肠激素浓度均无显著影响，但显著降低空肠α-gustducin基因表达量；关联性分析显示，饲粮淀粉摄入量与肠道甜味受体、相关通路元件以及转运载体基因表达量呈正相关，而CP、ADF和DNF摄入量与其呈负相关。综上所述，淀粉是甜味信号通路元件以及葡萄糖转运载体的主要影响因素，但高淀粉饲粮对发育成熟的山羊肠道黏膜结构及功能影响较小。
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