动物营养学报  2014, Vol. 26 Issue (3): 819-826   PDF (1037KB)    
引用本文
杜威, 黄琴, 付爱坤, 余东游, 李卫芬. 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性和肠黏膜屏障功能的影响[J]. 动物营养学报, 2014, 26(3): 819-826.  
DU Wei, HUANG Qin, FU Aikun, YU Dongyou, LI Weifen. Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on Intestinal Bacterial Enzyme Activities and Intestinal Mucosal Barrier Function of Immunosuppressive Mice[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2014, 26(3): 819-826.  
解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性和肠黏膜屏障功能的影响
杜威, 黄琴, 付爱坤, 余东游, 李卫芬     
浙江大学动物科学学院饲料科学研究所, 农业部动物营养与饲料重点开放实验室, 杭州 310029
收稿日期：2013-9-17
基金项目：国家863计划项目（2013AA102800）；“十二五”农村领域国家科技计划课题（2013BAD10B02-03）
作者简介：杜 威（1990- ），男，湖北监利人，硕士研究生，研究方向为基因工程与微生物。E-mail：137749417@qq.com
通讯作者：李卫芬，研究员，博士生导师，E-mail：wfli@zju.edu.cn
摘要：本试验通过连续3 d腹腔注射免疫抑制剂环磷酰胺（cyclophosphamide，CTX）建立小鼠免疫抑制模型，研究解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性和肠黏膜屏障功能的影响。选取120只BALB/c小鼠（4周龄，雌性，体重10~16 g），随机分成3组，每组4个重复，每个重复10只。对照组饲喂基础饲粮，免疫抑制组和芽孢杆菌组分别饲喂基础饲粮和添加解淀粉芽孢杆菌SC06的试验饲粮（活菌数为1×105 CFU/g），并均在试验第1~3天连续3 d腹腔注射CTX 80 μg/g BW。试验期为60 d。结果表明：与对照组相比，免疫抑制组小鼠盲肠和小肠内容物中各细菌酶（α-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酸酶、α-半乳糖苷酶和β-半乳糖苷酶）以及小肠灌洗液中二胺氧化物酶（DAO）活性极显著降低（P<0.01），小肠灌洗液中一氧化氮（NO）含量及诱导型一氧化氮合成酶（iNOS）活性极显著升高（P<0.01），小肠灌洗液中促炎细胞因子增殖诱导配体（APRIL）、干扰素-γ（IFN-γ）、白细胞介素-6（IL-6）和白细胞介素-12（IL-12）及抗炎细胞因子白细胞介素-10（IL-10）含量极显著升高（P<0.01），说明腹腔注射CTX后小鼠肠道菌群发生紊乱，肠上皮细胞遭到破坏，肠黏膜屏障功能受损。解淀粉芽孢杆菌SC06可极显著提高免疫抑制小鼠盲肠内容物中β-葡萄糖苷酸酶和α-葡萄糖苷酶及小肠内容物中β-葡萄糖苷酸酶活性（P<0.01），分别极显著和显著提高小肠灌洗液中髓过氧化物酶（MPO）和分泌型磷脂酶A2（sPLA2）活性（P<0.01和P<0.05）。以上结果表明解淀粉芽孢杆菌SC06可在一定程度上提高免疫抑制小鼠的肠道益生菌数量，但仅能部分恢复免疫抑制小鼠的肠黏膜屏障功能。
关键词： 解淀粉芽孢杆菌SC06     免疫抑制     小鼠     细菌酶活性     肠黏膜屏障功能    
Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on Intestinal Bacterial Enzyme Activities and Intestinal Mucosal Barrier Function of Immunosuppressive Mice
DU Wei, HUANG Qin, FU Aikun, YU Dongyou, LI Weifen     
Key Laboratory of Animal Nutrition and Feed Science of Ministry of Agriculture, Institute of Feed Science, College of Animal Sciences, Zhejiang University, Hangzhou 310029, China
Abstract: This study was conducted to study the effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on intestinal bacterial enzyme activities and intestinal mucosal barrier function of immunosuppressive mice. The model of immunosuppressive mice was built by intraperitoneal injection of cyclophosphamide (CTX) for 3 days continuously. A total of 120 BALB/c mice (4-week-old, female and body weight of 10 to 16 g) were randomly divided into 3 groups with 4 replicates per group and 10 mice per replicate. The mice in control group and immunosuppressive group were all fed basal diet, and those in Bacillus group were fed the basal diet supplemented with Bacillus amyloliquefaciens SC06 (living bacteria count was 1×105 CFU/g). On the 1st to 3rd day of the experiment, the mice in immunosuppressive group and Bacillus group were intraperitoneally injected with 80 μg/g BW of CTX for 3 consecutive days. The experiment lasted for 60 days. The results showed as follows: compared with the control group, the activities of bacterial enzymes (including α-glucosidase, β-glucosidase, β-glucuronidase, α-galactosidase and β-galactosidase) in cecal and small intestinal contents and diamine oxidase (DAO) in small intestinal lavage fluid were significantly decreased (P<0.01), the content of nitric oxide (NO) and the activity of inducible nitric oxide synthase (iNOS) in small intestinal lavage fluid were significantly increased (P<0.01), and the contents of pro-inflammatory cytokines—aproliferation inducingligand (APRIL), interferon-γ (IFN-γ), interleukin-6 (IL-6) and interleukin-12 (IL-12) and anti-inflammatory cytokine—interleukin-10 (IL-10) in small intestinal lavage fluid were significantly increased (P<0.01). It indicated that the intestinal flora of mice was disordered, and the intestinal mucosa epithelial cells and the intestinal mucosal barrier function were damaged by intraperitoneal injection of CTX. Bacillus amyloliquefaciens SC06 could significantly increase the activities of β-glucuronidase and α-glucosidase in cecal contents and β-glucuronidase in small intestinal contents (P<0.01), and significantly increase the activities of myeloperoxidase (MPO) and secretory phospholipase A2 (sPLA2) in small intestinal lavage fluid (P<0.01 and P<0.05, respectively). The results indicate that Bacillus amyloliquefaciens SC06 can increase the intestinal probiotic count in a certain extent, but only can partially recover the intestinal mucosal barrier function.
Key words: Bacillus amyloliquefaciens SC06     immunosuppression     mice     bacterial enzyme activities     intestinal mucosal barrier function    

益生菌(probiotics)是指一类自然存在的有益于宿主的活微生物[1]，其能通过免疫(增强肠道免疫、活化全身免疫系统及减轻炎症反应)[2,3]和非免疫(改善肠道微生态平衡和肠道形态结构)调节途径改善动物肠道健康[4,5]。芽孢杆菌因其具有好氧生长、产酶多[6]及其芽孢在饲料加工、储存及消化道中稳定性好[7]等优点，已成为目前应用广泛的饲用益生菌。研究表明，芽孢杆菌作为饲料添加剂作用于动物肠道，能有效提高肉鸡、仔猪和草鱼的生长性能及调节肠道免疫功能[8,9,10]。然而，关于芽孢杆菌对动物肠道免疫功能的作用机理尚缺乏全面系统的研究。环磷酰胺(cyclophosphamide,CTX)属烷化剂类，是一种常用的细胞毒性化疗剂，又是一种高效的免疫抑制剂，能显著抑制小鼠的免疫功能，可用于长期免疫低下模型的建立[11，12]。本试验对BALB/c小鼠连续3 d腹腔注射CTX建立免疫抑制模型，从肠道细菌酶活性和肠黏膜屏障功能2方面探讨解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道功能的调节机理，为芽孢杆菌在畜牧生产中的合理应用提供科学依据。

1 材料与方法
1.1 试验材料

解淀粉芽孢杆菌SC06制剂：由浙江大学饲料科学研究所微生物与基因工程实验室制备，活菌数为1×108 CFU/g。

1.2 试验方法
1.2.1 试验设计

选取120只BALB/c小鼠(4周龄，雌性，体重10~16 g)，随机分成3组，每组4个重复，每个重复10只。以大、小鼠生长专用商品饲料(购于上海斯莱实验动物有限责任公司)作为基础饲粮。对照组(Ⅰ组)饲喂基础饲粮，免疫抑制组(Ⅱ组)和芽孢杆菌组(Ⅲ组)分别饲喂基础饲粮和在基础饲粮中添加解淀粉芽孢杆菌SC06的试验饲粮(活菌数为1×105 CFU/g)，并均在试验第1～3天连续3 d腹腔注射CTX 80 μg/g BW。

1.2.2 样品收集与处理

60 d饲养试验结束后，试验鼠禁食不禁水12 h，乙醚麻醉，眼球采血后颈椎脱臼处死，解剖，取小肠和盲肠。

肠道内容物采集：将小肠和盲肠内容物分别挤入封口袋内，立即放入液氮罐，-80 ℃保存，用于测定肠内容物细菌酶活性。

小肠灌洗液制备：将小肠内容物挤干净后，以注射器钝头注入约5.0 mL无菌0.01 mol/L 磷酸盐缓冲液(PBS，pH 7.2)，保留1 min，待液体自然流出，收集小肠灌洗液，-70 ℃保存，冻干小肠灌洗液成粉末状，用生理盐水溶解后用于测定各项指标。

1.3 测定指标与方法
1.3.1 肠道细菌酶活性测定

细菌酶活性测定参照Djouzi等[13]、Nalini等[14]和Jin等[15]的方法并稍加修改。将-70 ℃保存的小肠和盲肠内容物4 ℃解冻，0.1 mol/L PBS(pH 6.4)按20倍质量体积比稀释，冰浴中匀浆后4 ℃、3 500 r/min离心15 min，取上清液，测定总蛋白质含量和各细菌酶(α-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酸酶、α-半乳糖苷酶和β-半乳糖苷酶)活性。α-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酶、β-葡萄糖苷酸酶、α-半乳糖苷酶和β-半乳糖苷酶对应的测定底物分别为对硝基苯基-α-D-吡喃葡萄糖苷、对硝基苯基-β-D-吡喃葡萄糖苷、对硝基苯基-β-D-葡萄糖苷酸、对硝基苯基-α-D-吡喃半乳糖苷和对硝基苯基-β-D-吡喃半乳糖苷，取上清液与5 mmol/L的底物溶液以2∶ 1的体积混匀，37 ℃精确反应10 min后，加入10倍体积的1 mol/L的碳酸钠溶液终止反应，405 nm处测定吸光度(OD)值，用于计算相应酶的活性，对硝基酚释放量的测定采用对硝基酚标准曲线对比法。指标测定使用的主要仪器为UV-2100紫外可见分光光度计[美国尤尼柯(上海)仪器有限公司]，试剂盒购自日本和光纯药工业株式会社。

1.3.2 肠黏膜屏障功能相关指标测定

小肠灌洗液中的促炎细胞因子[增殖诱导配体(APRIL)、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、干扰素-γ(IFN-γ)、白细胞介素-6(IL-6)和白细胞介素-12(IL-12)]、抗炎细胞因子[白细胞介素-4(IL-4)和白细胞介素-10(IL-10)]、分泌型免疫球蛋白A(sIgA)、β-防御素(β-DF)含量以及分泌型磷脂酶A2(sPLA2)活性均采用美国R&D公司生产的酶联免疫吸附测定(ELISA)试剂盒检测。

小肠灌洗液中的一氧化氮(NO)含量以及总一氧化氮合成酶(TNOS)、诱导型一氧化氮合成酶(iNOS)、髓过氧化物酶(MPO)、二胺氧化物酶(DAO)活性采用南京建成生物工程研究所生产的试剂盒检测，主要仪器为Synergy 4多功能酶标仪(美国伯腾仪器有限公司)。

1.4 数据统计与处理

试验数据以平均值±标准差表示。采用SPSS 16.0软件中的one-way ANOVA进行统计分析，方差分析显著时采用LSD法进行多重比较，P<0.05和P<0.01分别为差异显著和极显著。

2 结果与分析
2.1 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性的影响

由表1可知，免疫抑制组盲肠和小肠内容物中各细菌酶活性均极显著低于对照组(P<0.01)。与免疫抑制组相比，芽孢杆菌组盲肠内容物中β-半乳糖苷酶活性极显著降低(P<0.01)，β-葡萄糖苷酸酶和α-葡萄糖苷酶活性极显著提高(P<0.01)，后者甚至达到对照组水平，α-半乳糖苷酶和β-葡萄糖苷酶活性则无显著差异(P>0.05)；芽孢杆菌组小肠内容物中仅β-葡萄糖苷酸酶活性极显著高于免疫抑制组(P<0.01)，其他细菌酶活性无显著变化(P>0.05)。

表1 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性的影响 Table 1 Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on intestinal bacterial enzyme activities of immunosuppressive mice (n=6) U/mg prot
2.2 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能的影响
2.2.1 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能相关酶活性和化合物含量的影响

由表2可知，免疫抑制组小肠灌洗液中NO含量和iNOS活性均极显著高于对照组(P<0.01)，与芽孢杆菌组相比无显著差异(P>0.05)；TNOS活性3组之间无显著差异(P>0.05)。与对照组相比，免疫抑制组小肠灌洗液中DAO活性极显著降低(P<0.01)，MPO活性极显著提高(P<0.01)，sPLA2活性无显著差异(P>0.05)；与免疫抑制组相比，芽孢杆菌组小肠灌洗液中MPO和sPLA2活性分别极显著和显著提高(P<0.01和P<0.05)，DAO活性无显著差异(P>0.05)。

表2 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能相关酶活性和化合物含量的影响 Table 2 Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on the activities of enzymes and the contents of compounds related to intestinal mucosal barrier function of immunosuppressive mice
2.2.2 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能相关细胞因子含量的影响

由表3可知，与对照组相比，免疫抑制组小肠灌洗液中APRIL、IFN-γ、IL-6和IL-12含量分别提高了63.77%、39.75%、22.22%和26.88%(P<0.01)，与芽孢杆菌组相比则无显著差异(P>0.05)。小肠灌洗液中IL-10含量从高到低依次为芽孢杆菌组、免疫抑制组和对照组，组间差异极显著(P<0.01)；TNF-α和IL-4含量3组之间无显著差异(P>0.05)。

表3 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能相关细胞因子含量的影响 Table 3 Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on the contents of cytokines related to intestinal mucosal barrier function of immunosuppressive mice ng/g prot
2.2.3 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠对肠黏膜屏障功能相关免疫因子含量的影响

由表4可知，免疫抑制组和芽孢杆菌组小肠灌洗液中sIgA和β-DF含量均极显著低于对照组(P<0.01)，但前2组之间无显著差异(P>0.05)。

表4 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能相关免疫因子含量的影响 Table 4 Effects of Bacillus amyloliquefaciens SC06 on the contents of immune factors related to intestinal mucosal barrier function of immunosuppressive mice
3 讨 论
3.1 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠道细菌酶活性的影响

细菌分泌的酶可通过分解不同底物产生有益或有毒物质，从而影响宿主肠黏膜组织，并最终影响宿主健康[14]。细菌分泌的β-葡萄糖苷酸酶能分解肠道中β-葡萄糖苷酸，产生有毒或致癌物，还能延长这些物质在体内的存留时间，从而损伤肠黏膜组织[15,16,17]。细菌分泌的α-半乳糖苷酶、β-半乳糖苷酶和α-葡萄糖苷酶参与多糖(抗性淀粉、乳糖、乳果糖等)的分解，产生短链脂肪酸，后者可被机体吸收利用[18]。免疫抑制组小鼠盲肠和小肠内容物中各细菌酶活性均极显著低于对照组，可能是CTX处理使得肠道内所有细菌的生长都受到抑制，细菌总数显著下降而引起，这会严重影响肠道菌群平衡，恶化肠道环境，形成免疫抑制，最终影响动物健康。饲粮中添加解淀粉芽孢杆菌SC06可使免疫抑制小鼠盲肠内容物中α-葡萄糖苷酶活性有一定程度的提高，说明该菌对肠道内的一些有益菌有促进作用。

3.2 解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠肠黏膜屏障功能的影响

一氧化氮合成酶(NOS)共有3种同工酶，其中iNOS在受感染部位表达，产生大量NO，这与宿主清除细菌的能力有关，肠黏膜细胞的损伤往往伴随NO的大量释放[19]。DAO是哺乳动物肠上皮细胞胞浆中的酶。正常情况下，肠腔和血液中的DAO活性较低。当肠上皮细胞受损坏后，引起胞内DAO外泄，进入肠腔，导致肠腔和血液中DAO活性的升高。因此，肠腔或血液中DAO活性的高低能反映肠黏膜的完整性及受损伤程度[20,21,22]。本试验中，免疫抑制小鼠小肠灌洗液中NO含量和iNOS活性均极显著提高，而DAO活性则极显著降低，说明肠黏膜受到了损伤。从指标上看，解淀粉芽孢杆菌SC06对CTX处理引起的肠黏膜损伤无明显改善作用。

MPO是中性粒细胞特有的过氧化物酶，位于嗜天青颗粒中。MPO通过氧化卤素离子生成次卤酸，次氯酸具有较强的抗微生物作用，可直接影响机体非特异性免疫功能[23]。肠道中sPLA2位于潘氏细胞的噬天青颗粒中[24]。sPLA2具有较强的杀菌功能，在宿主防御微生物感染时起关键作用，参与控制局部环境细菌[25,26]，体外杀菌试验显示其具有较强的杀菌活性，能杀灭革兰氏阳性和阴性细菌[27]。本试验中，小鼠小肠灌洗液中MPO活性从大到小依次为芽孢杆菌组、免疫抑制组和对照组，且芽孢杆菌组小肠灌洗液中sPLA2活性显著高于免疫抑制组和对照组,说明饲粮中添加解淀粉芽孢杆菌SC06可提高小鼠抵抗外源菌的能力，增强肠黏膜的防御功能。

细胞因子是免疫细胞及其相关细胞产生的一种具有免疫调节和效应功能的蛋白质或小分子多肽，是固有免疫应答重要的效应分子，能改变分泌细胞自身或其他细胞的行为或性质[28]。受细菌或者病毒刺激的组织或细胞可通过释放细胞因子来活化局部免疫和系统免疫，并调节免疫应答的类型和强度，因此，细胞因子在免疫应答与免疫调节中发挥着重要作用[29]。根据细胞因子和趋化因子参与炎症免疫应答的不同，分为促炎细胞因子和抗炎细胞因子2类。IL-1、IL-2、IL-6、IL-12、IFN-γ和TNF-α是促炎细胞因子，参与促炎免疫反应，具有增强炎症反应，提高机体抗感染的能力。据报道，芽孢杆菌PY79可提高小鼠肠系膜淋巴组织(MLN)的促炎细胞因子IFN-γ和TNF-α mRNA的表达，不影响白细胞介素-1α(IL-1α)、IL-2和IL-6 mRNA的表达[30]；6株不同的芽孢杆菌均能提高小鼠MLN的促炎细胞因子IL-1α、IL-6、IFN-γ和TNF-α mRNA的表达[31]。IL-4和IL-10为抗炎细胞因子，具有抑制炎症反应及维持免疫平衡的作用。IL-10能使免疫应答转向耐受模式，从而有效控制或治疗严重的炎症疾病，具有限制肠上皮细胞对致病菌的免疫应答和维持对共生细菌稳态的作用[32]。本试验中，免疫抑制组小鼠小肠灌洗液中促炎细胞因子APRIL、IFN-γ、IL-6和IL-12的含量极显著高于对照组，与芽孢杆菌组相比无显著差异；此外，免疫抑制小鼠小肠灌洗液中IL-10含量显著提高，且芽孢杆菌组显著高于免疫抑制组。这表明免疫抑制小鼠因肠黏膜损伤而使促炎反应加强，解淀粉芽孢杆菌SC06对免疫抑制小鼠的促炎反应无显著影响，但可进一步提高其抗炎反应和免疫调节功能，有利于免疫再平衡。

sIgA主要由肠黏膜浆细胞产生，是肠黏膜免疫应答的主要效应因子，可有效中和肠黏膜上皮内的病原体，捕捉肠黏膜内层病原体，形成免疫复合物排出体外，也可覆盖在肠道微生物上，起到阻止共生菌过度生长、抵抗有害菌黏附和入侵肠上皮的作用，在局部抗感染过程中起着关键作用，是阻止病原体入侵黏膜的第1道防线[33,34]。当肠道sIgA含量显著降低时，将引起菌群失调，甚至细菌易位而导致感染[33]。芽孢杆菌能促使sIgA分泌增加，抵抗感染[35]。口服芽孢杆菌可显著提高肠黏膜抗芽孢特异性sIgA的含量[30]。防御素是一类参与先天性免疫的小分子多肽，属于哺乳动物抗菌肽家族，具有广谱抗菌活性，是机体抵御外界微生物入侵的重要分子屏障，在机体固有免疫防御中发挥重要作用[36,37]。本试验结果表明，免疫抑制组小鼠小肠灌洗液中sIgA和β-DF含量均极显著低于对照组，而芽孢杆菌组与免疫抑制组无显著差异。这说明CTX会破坏肠黏膜免疫功能，降低对病原体的清除能力，而解淀粉芽孢杆菌SC06对CTX导致的sIgA和β-DF分泌量降低无明显的改善作用。

4 结 论

解淀粉芽孢杆菌SC06可在一定程度上提高免疫抑制小鼠的肠道益生菌数量，部分恢复免疫抑制小鼠的肠黏膜屏障功能。

参考文献
[1]FULLER R.A review:probiotics in man and animals[J]. Journal of Applied Bacteriology, 1989, 66(5):365-378. (1)
[2]WEST N P, PYNE D B, PEAKE J M, et al.Probiotics, immunity and exercise:a review[J]. Exercise Immunology Review, 2009, 15:107-126. (1)
[3]MERCENIER A, PAVAN S, POT B.Probiotics as biotherapeutic agents:present knowledge and future prospects[J]. Current Pharmaceutical Design, 2003, 9(2):175-191. (1)
[4]李云锋, 邓军, 张锦华, 等.枯草芽孢杆菌对仔猪小肠局部天然免疫及TLR表达的影响[J]. 畜牧兽医学报, 2011, 42(4):562-566. (1)
[5]赵胜娟.实时荧光定量PCR法检测双歧杆菌对小鼠肠道菌群影响的研究[D]. 硕士学位论文.乌鲁木齐:新疆农业大学, 2008. (1)
[6]KRITAS S K, MORRISON R B.Evaluation of probiotics as a substitute for antibiotics in a large pig nursery[J].Veterinary Record, 2005, 156(14):447-448. (1)
[7]DUC L H, HONG H A, BARBOSA T M, et al.Characterization of Bacillus probiotics available for human use[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2004, 70(4):2161-2171. (1)
[8]潘康成, 黄许钢, 祝小, 等.微生态制剂在断奶小猪饲料中的应用效果研究[J]. 四川畜牧兽医, 2006, 33(11):21-22. (1)
[9]李卫芬, 文静, 吴红照, 等.枯草芽孢杆菌对肉鸡生长性能和肠黏膜抗氧化及免疫功能的影响[J]. 中国畜牧杂志, 2011, 47(9):58-61. (1)
[10]沈文英, 李卫芬, 梁权, 等.饲料中添加枯草芽孢杆菌对草鱼生长性能、免疫和抗氧化功能的影响[J]. 动物营养学报, 2011, 23(5):881-886. (1)
[11]杨颖, 蔡玟, 黄志彪, 等.环磷酰胺致小鼠免疫功能低下模型建立与评价[J]. 中国公共卫生, 2008, 24(5):581-583. (1)
[12]朱超, 杨鸣琦, 赵守中, 等.豆类丝核菌次级代谢产物对免疫抑制小鼠免疫功能的影响[J]. 中国免疫学杂志, 2010, 26(5):392-395. (1)
[13]DJOUZI Z, ANDRIEUX C.Compared effects of three oligosaccharides on metabolism of intestinal microflora in rats inoculated with a human faecal flora[J]. British Journal of Nutrition, 1997, 78(2):313-324. (1)
[14]NALINI N, SABITHA K, VISWANATHAN P, et al.Influence of spices on the bacterial (enzyme) activity in experimental colon cancer[J]. Journal of Ethnopharmacology, 1998, 62(1):15-24. (2)
[15]JIN L Z, HO Y W, ABDULLAH N, et al.Digestive and bacterial enzyme activities in broilers fed diets supplemented with cultures[J]. Poultry Science, 2000, 79(6):886-891. (2)
[16]REDDY B S, ENGLE A, SIMI B, et al.Effect of dietary fiber on colonic bacterial enzymes and bile acids in relation to colon cancer[J].Gastroenterology, 1992, 102(5):1475-1482. (1)
[17]JUSKIEWICZ J, ZDUNCZYK Z.Effects of cellulose, carboxymethylcellulose and inulin fed to rats as single supplements or in combinations on their caecal parameters[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular and Integrative Physiology, 2004, 139(4):513-519. (1)
[18]SMARTA J B, PILLIDHEA C J, GARMANA J H.Growth of lactic acid bacteria and bifidobacteria on lactose and lactose-related mono-, di-and trisaccharides and correlation with distribution of β-galactosidase and phospho-β-galactosidase[J]. Journal of Dairy Research, 1993, 60(4):557-568. (1)
[19]SWIDSINSKI A, LADHOFF A, PERNTHALER A, et al.Mucosal flora in inflammatory bowel disease[J]. Gastroenterology, 2002, 122(1):44-54. (1)
[20]MENNIGEN R, KUSCHE J, LEISTEN L, et al.Diamine oxidase (DAO) activity and intestinal mucosa integrity:influence of suture techniques[J]. Agents Actions, 1987, 20(3/4):277-280. (1)
[21]BRAGG L E, THOMPSON J S, WEST W W.Intestinal diamine oxidase levels reflect ischemic injury[J]. Journal of Surgical Research, 1991, 50(3):228-233. (1)
[22]USAMI M, OHATA A, KISHIMOTO K, et al.Phospholipid fatty acid composition and diamine oxidase activity of intestinal mucosa from rats treated with irinotecan hydrochloride (CTXT-11) under vegetable oil-enriched diets:comparison between perilla oil and corn oil[J]. Journal of Parenteral and Enteral Nutrition, 2006, 30(2):124-132. (1)
[23]ARNHOLD J, FLEMMIG J.Human myeloperoxidase in innate and acquired immunity[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 2010, 500(1):92-106. (1)
[24]KIYOHARA H, EGAMI H, SHIBATA Y, et al.Light microscopic immunohistochemical analysis of the distribution of group Ⅱ phospholipase A2 in human digestive organs[J]. Journal of Histochemistry and Cytochemistry, 1992, 40(11):1659-1664. (1)
[25]MINAMI T, TOJO H, SHINAMURA Y, et al.Purification and characterization of a phospholipase A2 from human ileal mucosa[J]. Biochimica et Biophysica Acta, 1993, 1170(2):125-130. (1)
[26]HARWIG S S, TAN L, QU X D, et al.Bactericidal properties of murine intestinal phospholipase A2[J]. Journal of Clinical Investigation, 1995, 95(2):603-610. (1)
[27]WEINRAUCH Y, ELSBACH P, MADSEN L M, et al.The potent anti-Staphylococcus aureus activity of a sterile rabbit inflammatory fluid is due to a 14-kD phospholipase A2[J]. Journal of Clinical Investigation, 1996, 97(1):250-257. (1)
[28]BUDHU A, WANG X W.The role of cytokines in hepatocellular carcinoma[J]. Journal of Leukocyte Biology, 2006, 80(6):1197-1213. (1)
[29]TOSI M F.Innate immune responses to infection[J]. Journal of Allergy Clinical Immunology, 2005, 116(2):241-249. (1)
[30]DUC LE H, HONG H A, UYEN N Q, et al.Intracellular fate and immunogenicity of B.subtilis spores[J]. Vaccine, 2004, 22(15/16):1873-1885. (2)
[31]HUANG J M, LA RAGIONE R M, NUNEZ A, et al.Immunostimulatory activity of Bacillus spores[J]. FEMS Immunology and Medical Microbiology, 2008, 53(2):195-203. (1)
[32]MOSSER D M, ZHANG X.Interleukin-10:new perspectives on an old cytokine[J]. Immunological Reviews, 2008, 226(1):205-218. (1)
[33]MACTXHERSON A J, HARRIS N L.Interactions between commensal intestinal bacteria and the immune system[J]. Nature Reviews Immunology, 2004, 4(6):478-485. (2)
[34]TSUJI M, SUZUKI K, KINOSHITA K, et al.Dynamic interactions between bacteria and immune cells leading to intestinal IgA synthesis[J]. Seminars in Immunology, 2008, 20(1):59-66. (1)
[35]HAMANN L, EL-SAMALOUTI V, ULMER A J, et al.Components of gut bacteria as immunomodulators[J]. International Journal of Food Microbiology, 1998, 41(2):141-154. (1)
[36]SELSTED M E, OUELLETTE A J.Mammalian defensins in the antimicrobial immune response[J]. Nature Immunology, 2005, 6(6):551-557. (1)
[37]SALZMAN N H, UNDERWOOD M A, BEVINS C L.Paneth cells, defensins, and the commensal microbiota:a hypothesis on intimate interplay at the intestinal mucosa[J]. Seminars in Immunology, 2007, 19(2):70-83. (1)