成熟且稳定的瘤胃微生物群落对反刍动物的营养代谢、免疫功能和生产性能具有至关重要的作用,是反刍动物适应复杂环境和高效利用植物纤维的关键因素[1-2]。反刍动物在幼龄阶段,瘤胃发育尚未成熟,微生物群落的建立缓慢,导致营养物质的消化吸收能力较弱,进而影响生长性能和健康状况[3]。然而,此阶段瘤胃微生物具有较高的可塑性,易受到饲养环境和饲粮组成的影响而发生改变,这为调控胃肠道微生态平衡提供了最佳时机[4]。瘤胃液移植(rumen fluid transplantation,RFT)是一种将特定供体的瘤胃液(包括瘤胃微生物及其代谢产物)移植到受体动物中,旨在重塑受体动物瘤胃微生物群落,改变发酵模式,并优化瘤胃功能的技术[5]。在研究证明瘤胃微生物作用之前,牧民们已常用健康动物的瘤胃液来恢复患有反刍障碍动物的正常消化功能[6]。1948年,Pounden等[7]的研究首次通过试验验证了移植新鲜成年母牛瘤胃液能促进犊牛瘤胃功能的早期发育。此后,RFT相关研究开始应用于调节动物胃肠道菌群结构、改善瘤胃功能、疾病预防及治疗、促进生长发育和提高产奶效率等方面[8-14]。本文简要介绍了反刍动物瘤胃液组成与功能以及RFT应用技术,并重点综述了RFT在幼龄反刍动物中的研究进展及其应用中的影响因素,以期为幼龄反刍动物的饲养管理提供理论指导与技术支撑。
1 瘤胃液的组成与功能
瘤胃液作为反刍动物消化过程中的核心介质,包含细菌、古菌、真菌和原生动物等微生物群落[15]。这些微生物通过协作和竞争分泌多种消化酶(如纤维素酶、淀粉酶和脲酶等),将植物性饲料降解为挥发性脂肪酸(VFA)、氨基酸、微生物蛋白(MCP)、二氧化碳(CO2)、氢气(H2)及甲烷(CH4),同时合成机体所必需的维生素[16]。VFA是反刍动物能量供应的主要来源,约占总能量需求的70%[17]。其中,乙酸、丙酸和丁酸作为瘤胃发酵的主要VFA,参与机体脂肪合成、糖异生和瘤胃上皮的发育[18-20]。此外,氨基酸和MCP为反刍动物提供高质量的蛋白质来源,满足其生长和维持需求[21]。瘤胃微生物能够合成B族维生素和维生素K2,分别参与反刍动物的碳水化合物代谢和血液凝固等过程[22]。虽然瘤胃微生物发酵产生的CO2和H2并不直接为反刍动物提供营养,但CO2有助于维持瘤胃内厌氧环境和酸碱平衡,而H2的代谢通过与CO2反应生成CH4,从而防止H2的过度积累抑制其他发酵过程[23]。此外,瘤胃液中还富含诸如钠、钾、钙、镁及氯等多种无机电解质,这些电解质有助于调节瘤胃液渗透压和酸碱平衡。综上所述,瘤胃微生物及其代谢产物不仅为反刍动物提供了丰富的营养物质,而且在维持瘤胃微环境稳定方面展现出重要的生理功能。
不同种类反刍动物瘤胃微生物群落和功能的差异主要受到采食量、瘤胃体积以及饲粮滞留率和通过率的影响。研究表明,与绵羊相比,牛的瘤胃中饲草滞留时间更长,对优质饲草的有机物和纤维的消化率更高,并随着粗饲料质量的下降,消化能力差异更大[24-25]。然而,在高精料饲粮条件下,绵羊和牛的养分消化率相似,且瘤胃VFA浓度通常不受反刍动物种类的影响[26]。此外,有研究指出,绵羊的蛋白质消化率优于牛,这可能归因于绵羊和牛瘤胃微生物群落组成上的差异[27]。体外研究发现,当干草作为底物时,绵羊和牛的瘤胃发酵参数种间无差异;而当玉米淀粉作为底物时,牛瘤胃的消化率和乳酸浓度更高,pH更低,且淀粉降解菌和乳酸菌相对丰度均高于绵羊,这表明牛瘤胃微生物群对淀粉的反应更为敏感,而绵羊瘤胃微生物群的适应性和抗逆性更强[28]。
2 RFT的应用方法
RFT作为一种操作程序,其过程中存在着传播和感染病原体的潜在风险。因此,需要通过严格的供体筛选以及适宜的采集和移植方法,以最大程度地降低风险,并确保试验动物的健康与安全。
2.1 供体的选择与安全性检查
表1 RFT供体的筛选标准Table 1 Screening criteria for RFT donors |
| 项目Items | 条件Conditions |
|---|---|
| 入选标准 Inclusion criteria | 1)养殖地区无污染和传染病,且保持干净的饲养环境;2)营养需求应满足 其维持和生长需要;3)精神状态及体况良好,发育正常 |
| 排除标准 Exclusion criteria | 1)无抗菌药物使用史(如抗生素、抗真菌药物或抗病毒药物);2)无家畜传染 疾病病史(如口蹄疫、炭疽或布鲁氏菌病);3)无腹泻和直肠出血情况;4)进行血清学 检测,选择无动物疾病、无特定病原体感染的动物 |
2.2 瘤胃液采集方法
瘤胃液的采集方法主要包括屠宰取样、瘤胃瘘管取样和口腔导管取样。屠宰取样能够在短时间内获取较大体积的瘤胃液,但由于受限于屠宰环境及采样不及时等因素,可能对瘤胃液的质量和移植效果产生不利影响,且屠宰动物的成本较高。瘤胃瘘管取样方法可快速、有效地收集大体积的瘤胃液,而且瘘管植入手术完成后,长期使用时动物的应激反应较小,适用于高频次、长期采样。然而,动物植入瘘管后需持续护理和监测,以防止感染和其他疾病的发生,这增加了时间和经济成本。相比之下,经口腔导管取样法设备成本较低,适用于多种采样场合,但其获得的瘤胃液量有限,且可能导致动物短期应激反应,操作过程中对技术水平有一定要求。因此,针对不同的试验需求,应在动物福利、研究目标和资源条件之间进行权衡,以选择最合适的瘤胃液采集方法,从而优化研究结果的可靠性和动物健康的保障。
2.3 瘤胃液的移植方法
3 RFT对幼龄反刍动物的影响
目前,RFT技术在幼龄反刍动物中的应用研究主要包括对瘤胃微生物区系、瘤胃发酵指标、生长性能和机体健康等的影响,具体应用效果见表2。
表2 RFT在幼龄反刍动物中的应用效果Table 2 Application effects of RFT in young ruminants |
| 供体 Donors | 采集方法 Collecting methods | 移植方法 Transplantation methods | 受体 Receptors | 移植剂量与频率 Transplantation dose and frequency | 移植效果 Transplantation effects | 参考文献 References |
|---|---|---|---|---|---|---|
| 澳大利亚美利奴母羊 Australian Merino ewes | 口腔导管取样 | 硅胶管注射 新鲜瘤胃液 | 澳大利亚美利奴 新生羔羊(3.9 kg) | 每周1次,第1~4周 20 mL/次,第5~8周 40 mL/次 | 促进瘤胃原虫的早期定植,提高 瘤胃细菌的多样性和丁酸浓度, 提高断奶后羔羊的DMI | De Barbieri 等[32-33] |
| 北欧红奶牛 Nordic red dairy cows | 瘤胃瘘管取样 | 硅胶管注射 新鲜瘤胃液 | 8日龄北欧 红犊牛(34.8 kg) | 每周3次,第2~3周 5 mL/次,第4~8周 5 mL/次 | 促进纤维降解细菌、古菌和原虫的 定植,提高固体采食量和周增重 | Huuki等[34] |
| 奶山羊(ADG为147.4 g) Dairy goats (ADG was 147.4 g) | 口腔导管取样 | 口腔灌服 新鲜瘤胃液 | 奶山羊 (ADG为107.8 g) | 50 mL/d,持续30 d | 提高瘤胃中与ADG呈 正相关细菌的相对丰度, 降低瘤胃乙酸比例 | 陈鲁豫[35] |
| 穆尔西亚诺-格拉 纳迪纳山羊 Murciano-Granadina goats | 瘤胃瘘管取样 | 硅胶管注射高粗 料饲粮或高精料饲粮 来源新鲜瘤胃液以及 其混合灭菌瘤胃液 | 穆尔西亚诺-格拉 纳迪纳新生羔羊 | 第1周2.5 mL/d,之后为 5 mL/d,移植至11周龄 (7周龄断奶) | 促进瘤胃核心细菌、产甲烷 菌和原虫的定植,提高VFA的 产生和吸收、提高固体采食量 和ADG,减少断奶应激 | Palma-Hidalgo 等[36]和Belanche 等[37] |
| 奥西米母羊 Osimi ewes | 口腔导管取样 | 口腔灌服新鲜瘤 胃液或饲喂瘤胃 液冻干粉 | 奥西米羔羊 (5.59 kg) | 7和14日龄时饲喂30 g 瘤胃液冻干粉或592 mL 新鲜瘤胃液 | 促进纤维分解细菌和原虫的 定植,提高瘤胃VFA和NH3-N 浓度,降低瘤胃pH,提高ADG、 营养物质消化率和饲料效率 | Abo-Donia等[38] |
| 湖羊 Hu sheep | 口腔导管取样 | 饲喂瘤胃 微生物冻干粉 | 5日龄湖羊 (3.58 kg) | 1 g/d的剂量饲喂21 d (直到羔羊的采食量连续3 d 超过200 g/d时进行断奶) | 促进瘤胃中多糖利用菌的定植, 提高瘤胃丙酸浓度、淀粉 酶活性和开食料利用率, 缓解断奶应激 | 俞少博[39] |
| 荷斯坦奶牛 Holstein cows | 瘤胃瘘管取样 | 硅胶管注射富含细菌的 新鲜瘤胃液或富含原 虫的新鲜瘤胃液 | 3周龄荷斯坦犊牛 (初生重为41.1 kg) | 每周50 mL/次, 连续移植3周 | 提高瘤胃液体部分的微生物多 样性,其中移植富集原虫瘤胃 液能促进内毛虫类的定植 | Park等[40]和 Cersosimo等[41] |
| 荷斯坦奶牛 Holstein cows | 瘤胃瘘管取样 | 口腔灌服 新鲜瘤胃液 | 荷斯坦犊牛 (初生重为44 kg) | 3、7、21、42和50日龄 分别灌服100、200、300、 400和500 mL瘤胃液 | 瘤胃发酵模式由乙酸型转变为 丙酸型,促进十二指肠发育, 腹泻率降低22% | 张鑫[42] |
| 乌珠穆沁羊 Ujumqin sheep | 口腔导管取样 | 口腔灌服新鲜瘤 胃液或饲喂瘤胃 液冻干粉 | 28日龄断奶乌珠 穆沁羔羊(10.3 kg) | 连续7 d接种100 mL/d 新鲜瘤胃液或1.8 g/d 冻干瘤胃液 | 新鲜瘤胃液提高ADG、 纤维消化率和饲料效率, 瘤胃发酵模式由丙酸型转变 为乙酸型,冻干瘤胃液 提高脂肪消化率和饲料效率 | Zhong等[43] |
| 荷斯坦阉牛 Holstein bulls | 瘤胃瘘管取样 | 与母乳混合口服 新鲜瘤胃液 | 荷斯坦犊牛 (41 kg) | 7~11日龄、21~25日龄和 42~46日龄阶段分别灌服 50、80和100 mL瘤胃液 | 促进肠道微生物的定植, 提高纤维消化率和饲料 效率,增强总抗氧化能力, 腹泻率降低14.5% | 郭延菲[44] |
| 泰利谢里山羊 Tellicherry goats | 屠宰取样 | 奶瓶口服新鲜瘤 胃液或冷冻瘤胃液 | 15日龄泰利谢里 羔羊(3.15 kg) | 每3 d 1次,每次100 mL, 持续120 d | 提高DMI、ADG和末体重, 且新鲜瘤胃液的移植效果最好 | Tamilinban 等[45] |
| 牛 Bovine | 屠宰取样 | 饲喂晾干瘤胃内容物 | 4月龄阿瓦西 羔羊(22.3 kg) | 10%、20%和30%的 晾干瘤胃内容物代替饲粮 精料,每天1次,持续60 d | 添加量达30%时降低 羔羊DMI、ADG和饲料效率 | Al-Wazeer 等[46] |
| 黑孟加拉山羊 Black Bengal goats | 屠宰取样 | 饲喂高压灭菌 烘干瘤胃内容物 | 黑孟加拉羔羊 (9.0 kg) | 18.24%的高压灭菌烘干瘤胃 内容物代替饲粮干物质, 每天1次,持续60 d | 提高饲料效率, 降低饲料成本 | Uddin等[47] |
| 荷斯坦奶牛 Holstein cows | 瘤胃瘘管取样 | 口腔灌服 新鲜瘤胃液 | 荷斯坦新生犊牛 (44.0 kg) | 3、7、21、42和50日龄(断奶) 分别移植100、200、300、 400和500 mL瘤胃液 | 断奶前后腹泻率 分别降低45.5%和33.3% | Bu等[48] |
| 奶牛 Dairy cows | 瘤胃瘘管取样 | 口腔灌服新鲜或 高压灭菌瘤胃液 | 新生犊牛 (43.5 kg) | 8 mL/d,持续42 d | 提高犊牛ADG,减少瘤胃 上皮磨损,降低腹泻率 | Muscato等[49] |
| 中国美利奴公羊 Chinese Merino rams | 瘤胃瘘管 取样 | 与母乳混合口服经超声 波破碎处理的瘤胃液 | 特克赛尔新生 羔羊(5.3 kg) | 5 mL/d,连续5 d | 提高肠道黏膜免疫 | 吴婷婷[50] |
| 水牛 Buffalos | 未知 | 硅胶管注射富集细 菌的瘤胃液(4.56× 109 CFU/mL) | 2周龄弗里斯兰荷斯 坦犊牛(43.6 kg) | 20 mL/d,连续10周 (8周龄断奶) | 改善瘤胃pH,提高断奶期采食量、 血液白细胞和中性粒细胞数量, 促进Co的吸收 | Prihantoro 等[51] |
DMI:干物质采食量 dry matter intake;ADG:平均日增重 average daily gain;NH3-N:氨态氮 ammonia nitrogen;Co:钴 cobalt。 |
3.1 RFT对幼龄反刍动物瘤胃微生物区系和发酵的影响
3.2 RFT对幼龄反刍动物生长性能的影响
3.3 RFT对幼龄反刍动物腹泻及健康的影响
微生物代谢产物(微生物多糖、VFA、氨基酸和维生素等)可通过胃肠道黏膜中免疫细胞表达的代谢物感应受体激活黏膜免疫反应,并调节巨噬细胞、树突状细胞和T细胞的功能,如T细胞的迁移、转换和维持,以及促炎细胞因子的产生,这有助于维持胃肠道稳态和抗病防御系统[60-61]。吴婷婷[50]研究表明,瘤胃液上清液能够刺激小鼠全血细胞和巨噬细胞RAW264.7释放肿瘤坏死因子-α,从而证实其具有免疫活性。在幼龄反刍动物上的移植试验进一步表明,RFT对生长性能无负面影响的情况下,可提高受体肠道黏膜免疫[50]、血液白细胞和中性粒细胞水平[51],使机体能够快速响应外来物质和病原体感染[62]。因此,RFT有助于刺激受体免疫系统,调节免疫细胞活性和细胞因子的分泌,进而增强机体免疫防御能力。
4 影响RFT应用的因素
尽管RFT具有一定的饲用价值,但移植效果不一且重复性较低,可归因于移植过程的多种复杂因素。主要概括为以下几点:1)供体的饲粮、饲料效率、瘤胃液采集时间以及瘤胃液中的微生物和代谢物组成均对移植效果产生影响。理想的供体瘤胃液应来源于饲料效率高的成年动物,并在饲喂后3 h采集,以确保微生物和代谢物的最佳状态[35,63]。此外,供体的饲粮组成差异会直接影响瘤胃微生物群落结构及其代谢产物,进而对受体产生不同的影响[36]。2)瘤胃液的处理方法包括新鲜、冷冻和冻干。其中,新鲜瘤胃液因其微生物和代谢物活性较高,通常具有最佳移植效果[43,64]。3)移植方式包括硅胶管注射、与乳汁混合灌喂以及与饲粮混合饲喂。对于幼龄反刍动物而言,硅胶管注射可能会引起应激反应和黏膜损伤。而与乳汁混合灌喂时,由于幼龄反刍动物的食管沟反射,可能导致移植物直接进入真胃,从而影响移植效果。在饲喂冻干或烘干的瘤胃液或瘤胃内容物时,可以选择与饲粮混合饲喂,但高添加量可能会影响饲粮的适口性,进而降低动物的采食量[46-47]。4)受体的接种时间、饲养环境、接种剂量和频率均对RFT应用效果有重要影响。幼龄反刍动物0~3周龄为非反刍阶段,4~8周龄为过渡阶段,9周龄后为成熟阶段[65]。瘤胃微生物成熟稳定后具有功能冗余和宿主特异性,而0~3周龄瘤胃微生物多样性较低,为定植的最佳时机[66]。研究表明,由于口腔是呼吸、采食、饮水和舔舐的共同通道,与母体共同生活的受体瘤胃微生物组成更易受到母体不同部位微生物的影响[67]。目前,关于移植剂量和频率尚无统一标准,剂量过少可能无法在受体瘤胃中形成有效的生态位使效果不显著或持续时间短,而剂量过多则可能损害瘤胃发育或对生长性能产生长期抑制作用[68]。因此,移植前需测定移植物中的代谢产物含量以及微生物数量与组成,并结合移植目的和受体生理状态来确定适宜的移植剂量和频率。
在实际生产中,RFT技术的广泛应用仍面临着诸多挑战。首先,尽管截至目前,该技术在实践应用中具有相对可靠的安全性,但由于尚未确定受体动物的严格筛选标准,移植后仍存在引发副反应或感染未知病原体的风险。在人类粪菌移植的临床治疗中,已观察到部分患者出现呕吐、腹胀和发热等轻度不良反应,以及2例患者出现细菌感染,导致1例死亡[69]。其次,虽然一些研究表明RFT可改善幼畜的消化功能和生产性能,但移植物成分复杂,相关机制研究尚显不足。面对具有不同生理状态的受体,移植效果呈现出差异性,难以充分证明其稳定性和持久性。最后,瘤胃液的收集、处理和移植步骤不仅增加了技术实施的难度,还提升了操作成本,这进一步阻碍了该技术的广泛应用。
5 小结
RFT作为调控反刍动物早期发育的一个重要技术,可高效重塑瘤胃微生物群落,但对瘤胃发酵和生长性能的影响结果并不一致。而关于RFT对腹泻的治疗报道均有一定效果,且对健康无不利影响。这说明RFT应用效果与供体动物选择、瘤胃液处理方式、受体接种时间、接种方式、接种剂量以及宿主定植抗性等多种因素有关。因此,尽管RFT技术已在试验研究中展示出一定的潜力,但仍然需要完善移植过程中的安全性标准,优化操作流程,探讨不同瘤胃微生物群落的定植能力,并从不同视角系统研究移植物与受体瘤胃微生物群落及其功能之间的相互作用,明确RFT中具体的免疫活性成分和其免疫调节机制,为RFT技术在幼龄反刍动物培育中的有效应用提供可靠的理论基础和实践指导。
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