胃肠道微生物群稳态是维持动物消化吸收、免疫调控及生产性能的核心基础,反刍动物因具备特有的复胃结构而与单胃动物存在明显区别,其消化系统需依赖瘤胃和肠道内复杂的微生物群落来维持营养物质的消化和能量代谢[1]。瘤胃和肠道的微生物群落结构与宿主健康、生产性能密切相关,但易受饲料组成、饲养环境及抗生素暴露等因素影响,导致微生物群紊乱,进而诱发宿主消化障碍,并导致其生长性能下降[2]。目前,调整饲粮结构、饲喂益生菌或益生元以及实施微生物群移植,均为有效调控胃肠道微生态的方法[3]。其中,微生物群移植作为一种整体微生态干预策略,将健康供体的微生物群落转移到受体中,通过微生物竞争更快地调节宿主胃肠道的微生物群落,进而优化瘤胃发酵并促进肠道中短链脂肪酸(short-chain fatty acids,SCFA)等关键代谢物间接调控其他器官,从而达到治疗或预防疾病的目的。随着对胃肠道微生物群研究的深入,微生物群移植在反刍动物健康中的重要性日益凸显。本文总结了微生物群移植的作用和机制及其在反刍动物生产中的应用效果,探讨了其在提高动物生产性能、增强抗病力等方面的潜在价值。
1 反刍动物胃肠道微生物群
1.1 胃肠道微生物群平衡
在反刍动物体内,肠道微生物群是仅次于瘤胃微生物群的保障宿主健康的“第2道防线”。健康的肠道微生物群不仅参与营养物质的进一步吸收与转化,还通过多种机制维护肠道屏障功能与免疫稳态[6]。例如,肠道微生物代谢产生的SCFA不仅是肠上皮细胞(intestinal epithelial cells,IECs)的重要能量来源,还能促进黏液分泌、增强上皮细胞间紧密连接,从而抑制病原微生物的黏附与定植。此外,肠道微生物代谢产生的色氨酸衍生物[7]可作为信号分子激活芳香烃受体(aryl hydrocarbon receptor,AhR)通路,进而调节免疫反应并促进上皮修复,进一步巩固黏膜屏障功能。综上可知,反刍动物胃肠道微生物群的平衡不仅体现在各微生物类群的相对稳定,更关键的是其功能上的协同与互补,共同维持宿主的营养代谢、肠道屏障与免疫调节的动态平衡。
1.2 胃肠道微生物群紊乱
胃肠道微生物群的组成和功能易受到饲料组成改变、环境条件波动、抗生素使用等多种因素的影响,从而易产生微生物群紊乱。紊乱的核心在于微生物代谢网络的功能转变——当瘤胃优势微生物群从纤维降解菌向快速发酵的淀粉分解菌转变时,终产物从乙酸、丙酸等VFA转向大量乳酸、铵态氮( ${NH}_{4}^{+}$ -N)及次级胆汁酸[8],这种代谢终产物的改变直接破坏了瘤胃微环境的“酸碱-离子平衡”,导致乳酸积累。与之相应,幼龄反刍动物的肠道微生物群也常因饲粮结构突然改变出现功能性紊乱,原本依赖母乳低聚糖建立的优势微生物群数量锐减,而耐酸或兼性厌氧的条件致病微生物趁机大量增殖,导致肠道黏液层分泌减少、杯状细胞分化受阻,肠道通透性显著升高,最终引发渗透性腹泻或黏液性肠炎[1]。对于胃肠道微生物群紊乱引发的代谢失衡、黏膜损伤及功能紊乱等问题,目前已探索出多种干预手段,包括调整饲粮结构、补充益生菌或益生元等。然而,在微生物群紊乱程度较重或传统手段效果有限的情况下,微生物群移植作为近年来快速发展的精准干预技术,正逐渐成为改善微生物群紊乱的关键手段。微生物群移植用于胃肠道微生物群稳态的重建体系如图1所示。
反刍动物胃肠道微生物群紊乱已从单一的“微生物群紊乱”演变为涉及代谢、免疫的多方面病理过程。抗生素在过去曾广泛应用于动物生产和医疗领域,发挥了显著作用。然而,抗生素长期使用对微生物群功能造成不可逆损伤,进一步加剧了胃肠道微生物群紊乱的问题。在此背景下,微生物群移植作为一种整体微生态干预策略,通过转移健康供体的完整微生物群及其代谢产物,为恢复反刍动物胃肠道稳态提供了新思路。
2 微生物群移植概述
2.1 微生物群移植的定义
微生物群移植是通过系统性转移健康供体的微生物群及其代谢产物,重建受体胃肠道微生态平衡,包括瘤胃液移植[9](rumen fluid transplantation,RFT)和粪菌移植[10](fecal microbiota transplantation,FMT)。相较于传统益生菌补充的单一菌种,微生物群移植以整体移植为特征,更强调生态位竞争、代谢及基因表达的多维度修复。微生物群移植在动物生产中的应用可追溯至17世纪,从健康绵羊或山羊口中取出反刍食团,喂给不反刍的患病动物,虽取得一定效果,但仅停留在经验性干预层面[11]。随着宏基因组学、代谢组学的突破,现代微生物群移植已发展为精准调控技术——RFT和FMT通过竞争黏附位点、代谢物跨器官调控等机制重建瘤胃和肠道微生态平衡。然而,不同健康个体的肠道微生态环境、健康状况存在差异,样本采集过程中采样时间、移植方式与剂量也有差异,这些因素可能会导致移植后微生物群定植效果不稳定,甚至对采食、消化及生长性能产生短期负面影响。尽管如此,微生物群移植的潜在益处仍显著大于其风险,值得在生产实践中进一步探索与应用。
2.1.1 RFT
2.1.2 FMT
FMT是将健康供体的粪便悬液经过处理后,通过口服、灌肠或胃管灌注等方式移植到受体动物胃肠道内,重建其胃肠道微生物群落平衡[14-15]。FMT通过恢复有益微生物群拟杆菌门(Bacteroidetes)、厚壁菌门(Firmicutes)的丰度并抑制变形菌门(Proteobacteria)、疣微菌门(Verrucomicrobia)的增殖,可有效改善宿主消化功能、免疫稳态及代谢健康[10]。通过对比不同处理方式的效果差异发现,直接移植未经冻存的粪便悬液可保留更高的微生物活性[16]。Kim等[10]通过胃管灌注新鲜粪便悬液治疗腹泻犊牛发现,48 d后腹泻缓解率达95%,且无死亡病例,而抗生素组死亡率高达17.4%,冻干处理后虽降低活微生物数,但便于长期保存和标准化应用。
2.2 微生物群移植对动物机体的影响及作用机制
微生物群移植对动物机体的影响及作用机制如图2所示,主要包括微生物竞争排斥、优化瘤胃发酵、代谢物介导跨器官调控等几个方面,进而改善机体健康。
2.2.1 RFT对动物机体的影响及作用机制
2.2.1.1 竞争性排斥与生态位占据
移植的瘤胃微生物可通过竞争性排斥机制抑制病原体定植,抢占生态位,增强免疫力。Chen等[3]通过RFT发现,瘤胃来源的纤维降解细菌可以在小鼠肠道定植,发挥其纤维降解功能,不仅有助于宿主的消化吸收,还可能通过竞争性排斥机制抑制潜在的病原体定植,改变生态位。Liu等[17]对绵羊瘤胃酸中毒模型进行RFT发现,RFT能够快速降低乳酸产生菌如乳杆菌属(Lactobacillus)、链球菌属(Streptococcus)、双歧杆菌属(Bifidobacterium)的丰度,增加纤维分解菌如拟杆菌目(Bacteroidales)、瘤胃球菌科(Ruminococcaceae)的丰度,恢复正常瘤胃微生态。Huang等[18]在奶牛产犊后进行RFT,发现RFT组纤维降解菌假枝杆菌属(Pseudonocardia)的丰度显著增加,潜在致病菌氧化还原真杆菌(Eubacterium oxidoreducens)的丰度减少,免疫力得到提高。
2.2.1.2 改变瘤胃内环境与营养代谢
RFT可通过重塑受体瘤胃的微生物群落结构,进而改变瘤胃内环境,优化瘤胃发酵和营养代谢。例如:移植的纤维分解菌普雷沃氏菌(Prevotella)通过上调纤维素酶基因的表达来提高木质素降解效率[19]。研究发现,通过冻干方式移植瘤胃液可增强羔羊对非结构性碳水化合物的消化能力,而新鲜瘤胃液因保留更高的活微生物数和代谢活性,更利于纤维降解菌的定植[20-21]。Ribeiro等[22]研究发现,通过瘤胃微生物移植可显著提高肉牛的干物质采食量(dry matter intake,DMI),进而改变瘤胃内环境,优化瘤胃发酵,并提高蛋白质消化率和氮利用率。Liu等[17]通过移植健康瘤胃液,发现移植后显著提升VFA浓度,降低乳酸和脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)水平,加速微生物群落恢复至健康状态。
2.2.2 FMT对动物机体的影响及作用机制
2.2.2.1 竞争性排斥与生态位占据
在肠道环境中,微生物群与病原体争夺营养物质,改变生态位以维持自身和种群的发展。Fu等[23]研究表明,新生羔羊饲喂瘤胃固体上清液后,肠道微生物群丰度增加,Firmicutes/Bacteroidetes比例下调,同时Bacteroidetes、螺旋体门(Spirochaetes)等益生菌丰度显著提升,而梭杆菌门(Fusobacteria)等潜在致病微生物被抑制。在代谢底物竞争上,共生菌Bifidobacterium会优先利用宿主黏液层多糖,限制病原微生物艰难梭菌(Clostridium difficile)的营养获取[24]。Wang等[25]发现FMT可增加调节性T细胞浓度,抑制辅助性T细胞17(T helper cell 17,Th17)过度活化,从而缓解慢性炎症。此外,杨作斌等[26]研究发现,FMT治疗显著降低了腹泻犊牛肠道微生物群中具有致病性微生物属的相对丰度,同时增加了潜在益生菌属的相对丰度,肠道微生物群的组成结构趋向健康,犊牛免疫功能显著增强。
2.2.2.2 代谢物介导的跨器官调控
肠道微生物群通过肠-脑轴、肠-肝轴、肠-肺轴等多系统途径调控宿主代谢与免疫功能。其核心机制涉及SCFA、胆汁酸的合成与信号传递。Chen等[27]发现,在SCFA中丁酸作为结肠上皮细胞的主要能量来源,可通过抑制组蛋白去乙酰化酶活性,增强抗炎因子白细胞介素-10(interleukin-10,IL-10)表达,同时抑制促炎因子肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)、白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6)等释放,从而减轻全身性炎症。Dicks[28]研究表明,肠道微生物群分泌的丁酸能刺激肠内分泌细胞(enteroendocrine cell,EEC)分泌5-羟色胺(5-hydroxytryptamine,5-HT),经迷走神经传递信号至中枢神经系统后激活5-HT受体,影响神经可塑性和情绪调节,而无菌小鼠的神经元功能障碍可通过肠道微生物群定植逆转。Wang等[29]通过伪无菌小鼠试验发现,补充产SCFA的微生物群或直接给予SCFA可恢复肝再生能力并提高存活率,即肠道微生物群代谢产物SCFA促进肝细胞增殖和磷脂生物合成,显著提升肝脏再生能力。Gao等[30]发现肠道微生物群产生的SCFA通过激活G蛋白偶联受体,抑制核转录因子-κB(nuclear transcription factor-κB,NF-κB)信号通路,减少TNF-α、白细胞介素-12(interleukin-12,IL-12)等促炎因子的释放,从而减轻肺部炎症。Wahlström等[31]将肠道微生物群移植到无菌小鼠体内发现,微生物群移植后能够通过肠-肝轴改变宿主的胆汁酸组成,并在长期定植后有效激活回肠法尼醇X受体(farnesoid X receptor,FXR)信号通路。Bustamante等[32]发现,FMT通过富集胆汁酸代谢菌,重塑次级胆汁酸谱,进而激活FXR/G蛋白偶联胆汁酸受体1(G protein-coupled bile acid receptor 1,GPBAR1)信号通路,实现肠-肝轴调控并改善糖代谢。
3 微生物群移植在反刍动物生产中的应用
微生物群移植通过重塑微生物群平衡、调节代谢产物等核心作用机制,已在小规模实践应用中展现出潜力,能够有效防控瘤胃酸中毒和幼龄反刍动物腹泻,从而改善生产性能(图3)。
3.1 缓解瘤胃酸中毒
瘤胃酸中毒是生产中困扰反刍动物健康的常见疾病。瘤胃微生物群落的组成和功能对瘤胃发酵过程具有重要影响。陈连民[33]研究发现,亚急性瘤胃酸中毒(subacute rumen acidosis, SARA)的发生与瘤胃中乳酸产生微生物的过度增殖以及乳酸利用微生物的减少密切相关。通过RFT,可以引入乳酸利用能力高的菌株,从而降低瘤胃中乳酸浓度,提高pH,缓解酸中毒症状[34]。Chen等[3]使用12只多胎产奶山羊,分为健康组和SARA组进行RFT,发现RFT可增加微生物的多样性和丰富度,并缓解瘤胃酸中毒导致的炎症反应。Liu等[17]用10头以低聚果糖诱导的瘤胃酸中毒模型羊进行试验发现,RFT促进了瘤胃微生物平衡的快速重建(对照组为8 d,RFT组为2 d),提高了瘤胃中的乙酸盐、丙酸盐、丁酸盐以及总VFA的浓度,同时降低瘤胃内的乳酸和LPS水平,且有效地修复了受损的瘤胃上皮细胞,从明显的酸中毒状态恢复到健康水平并提高微生物群丰富度。例如,移植高纤维饲粮供体的瘤胃液可减少乳酸积累,恢复瘤胃pH至正常范围,同时降低炎症因子IL-6和TNF-α的表达水平,通过短期代谢干预缓解SARA[3,35]。
3.2 缓解幼龄反刍动物腹泻
腹泻是幼龄反刍动物常见的消化系统疾病之一,严重影响其生产性能和健康状况。微生物群移植作为一种新型的治疗手段,在缓解幼龄反刍动物腹泻方面展现了显著效果[36]。Bu等[9]对断奶前的犊牛进行反复接种成年牛瘤胃微生物群,能显著降低腹泻发生频率及持续时间,与对照组相比,接种组犊牛腹泻的总体发生率和频率,以及断奶前后腹泻的发生率和频率均显著下降。郭洪冉[37]通过对断奶腹泻羔羊进行FMT,发现选取的健康羔羊粪菌中富集两歧双歧杆菌(Bifidobacterium bifidum),FMT后显著增加了腹泻羔羊肠道中的短双歧杆菌(Bifidobacterium breve)丰度,有效抑制回肠炎症,同时增加了羔羊结肠中胆汁酸的含量,抑制结肠炎症的发生。Kim等[10]研究表明,在接受FMT治疗的腹泻犊牛,移植48 d后腹泻缓解率可达95.0%,该缓解率明显高于抗生素治疗组,且FMT治疗组未出现死亡情况。Du等[38]通过对肠道微生物群的分析发现,FMT的犊牛肠道微生物结构逐渐向健康供体趋近,疣微菌科(Verrucomicrobiaceae)、肠杆菌科(Enterobacteriaceae)等在对照组和抗生素组占优势的微生物群,在FMT组中被Ruminococcaceae、拟杆菌科(Bacteroidaceae)、普雷沃氏菌科(Prevotellaceae)和卟啉单胞菌科(Porphyromonadaceae)等取代,其中,Porphyromonadaceae的相对丰度与腹泻率呈显著负相关,这表明该菌在缓解腹泻中可能起关键作用[24]。总之,通过定期对幼龄反刍动物进行微生物群移植,可以维持其胃肠道微生物群的平衡,减少腹泻的发生。
3.3 提高营养物质代谢
微生物群移植可通过重塑动物胃肠道微生物区系,提高微生物群丰富度,同时促进幼龄反刍动物瘤胃发育,增加瘤胃微生物的定植,进而增强对蛋白质、脂肪和碳水化合物的代谢能力[39]。Fu等[23]研究表明,新生羔羊饲喂瘤胃固体上清液后,肠道微生物群丰度增加,使羔羊断奶前干物质和粗蛋白质表观消化率分别提高12%和15%,且断奶后仍维持较高的营养代谢率[40]。Belanche等[41]对新生羔羊每天接种成年山羊的新鲜瘤胃液,发现接种促进了瘤胃原虫的早期定植,提高了固体采食量,还促进了断奶前瘤胃VFA的产生和吸收,试验第8周羔羊的体重较对照组增加2.2倍。Kim等[10]试验发现,12月龄FMT组的牛体重显著高于对照组和抗生素组,24月龄FMT组的牛体重和胴体重均显著高于对照组和抗生素组。Islam等[42]通过对比抗生素治疗发现,FMT通过改变犊牛粪便微生物群,增加粪便中Porphyromonadaceae丰度,降低血液氨基酸浓度,改善犊牛的生长性能。Yu等[43]研究表明,早期接种瘤胃液冻干粉显著提高了断奶前羔羊饲料干物质和粗蛋白质的表观消化率,与对照组羔羊相比,接种的羔羊断奶后粗蛋白质的表观消化率较高,而断奶2周后接种羔羊的淀粉表观消化率往往高于对照组。Belanche等[41]通过灌胃瘤胃液发现,RFT降低了羔羊的断奶休克,显著提高了瘤胃VFA浓度和平均日增重,促进羔羊的生长发育。
目前,关于微生物群移植在反刍动物中应用的有效性、稳定性及安全性,研究结论不一。部分研究指出其效果不显著、不可持续,或伴随生长性能下降等负面问题,结果存在争议。例如,Bu等[9]研究发现,对断奶前的犊牛反复接种成年牛瘤胃液,并未能改善其生长性能、饲料转化率以及瘤胃发酵特性,也未对瘤胃微生物群整体组成及其功能产生显著影响。Li等[44]发现,RFT后仅在前2个月显著提升饲料转化率,在第3个月其饲料转化率无明显差异。Yin等[45]对断奶羔羊进行RFT发现,RFT降低了断奶羔羊的采食量、营养物质消化率和生长性能,同时加剧了炎症反应。除效果不一致外,微生物群移植在实际推广中也面临诸多现实制约。目前,合格供体的筛选标准尚未统一,高质量瘤胃液或粪便样本的获取依赖于健康且表型优异的活体动物,其采集过程存在操作难度大、个体差异显著及潜在动物福利问题;样本的保存、运输及移植前处理也缺乏标准化流程,这些因素均增加了技术推广的不确定性与成本。因此,微生物群移植的效果受到供体-受体匹配度、移植方案设计、样本来源可靠性以及经济可行性等多重因素制约,导致其从试验研究向生产的转化仍面临挑战。未来需进一步深化机制探索与技术标准化方面的研究,以客观评估微生物群移植的实际应用潜力与潜在风险。
4 小结与展望
微生物群移植在反刍动物生产领域意义重大,随着对其研究的不断深入,其展现出了多方面的积极作用。在小规模生产应用中,RFT和FMT已证实可通过优化瘤胃发酵、提升饲料转化率、增强动物机体免疫力、缓解瘤胃酸中毒以及幼龄反刍动物腹泻症状等途径,有效促进动物营养代谢水平;但二者实现产业化推进时,仍需在供体筛选、样本采集时间、制剂标准化以及物流保障与监管体系建设上实施系统化完善。与此同时,微生物群移植也可能带来短期内的采食量下降、生长性能降低的负面影响,但总体上其优势大于缺点。未来,需要通过大量的试验对供体的品种、性别、体重、日龄进行筛选,对时间、移植方式与剂量进行比较,形成一套标准化的微生物群移植技术规范体系,推动微生物群移植在反刍动物生产中更广泛、更有效的应用,为反刍动物养殖业的可持续发展提供有力支撑,实现生产效益与动物健康的双赢。
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