Chinese Journal of Animal Nutrition >

2026 , Vol. 38 >Issue 2: 1225 - 1235

DOI: https://doi.org/10.12418/CJAN2026.098

RESEARCH PAPER

Effects of Pelleted Total Mixed Rations with Different Protein Levels on Growth Performance and Intestinal Microbiota of Hu Sheep

  • ABUDOUKEYIMU Patigul , 1 ,
  • FAN Chen 1 ,
  • HE Haiying 2, 3 ,
  • XIE Fengmei 3, 4 ,
  • LI Ge 1 ,
  • HU Bo 1 ,
  • GUO Jialin 1 ,
  • ZHOU Yang 4 ,
  • MAIMAITI Aimaitt 2 ,
  • SULAIMAN Yiming , 1, * ,
  • YANG Huiguo , 2, 3, *
Expand
  • 1 College of Animal Science, Xinjiang Agricultural University, Urumqi 830052, China
  • 2 Institute of Animal Husbandry, Xinjiang Academy of Animal Sciences, Urumqi 830000, China
  • 3 Key Laboratory of Xinjiang Multi-Lamb Sheep Germplasm Resource Innovation, Hotan 848100, China
  • 4 Moyu Bibang Sheep Industry Development Co., Ltd., Hotan 848100, China
* SULAIMAN Yiming, professor, E-mail: ;
YANG Huiguo, professor, E-mail:

Received date: 2025-07-18

  Online published: 2026-02-12

Fold

Abstract

This experiment was conducted to investigate the effects of pelleted total mixed rations (PTMR) with different protein levels under the same metabolizable energy level on the growth performance and intestinal microbiota of Hu sheep. A single-factor experimental design was adopted, and 90 healthy 4-month-old Hu sheep rams with similar body weight [(27.09±1.83) kg] were randomly divided into 3 groups, and each group contained 3 replicate pens, with 10 sheep per pen. The three groups were fed PTMR with protein levels of 11.0% (trial group Ⅰ), 13.0% (trial group Ⅱ) and 15.0% (trial group Ⅲ), respectively, while the metabolizable energy level of all rations was 9.4 MJ/kg. The total experimental period was 75 days, including a 15-day pre-test period and a 60-day formal test period. The results showed as follows: 1) the final body weight and average daily gain (ADG) of Hu sheep in trial groups Ⅱ and Ⅲ were significantly higher than those in trial group Ⅰ (P<0.05). 2) For the Alpha diversity analysis of intestinal microbiota, there were no significant differences in Chao1, Ace, Simpson and Shannon indexes among the three groups (P>0.05); Beta diversity analysis indicated that the intestinal microbiota structures of trial groups Ⅱ and Ⅲ were similar, while both differed from that of trial group Ⅰ. At the phylum level, the relative abundance of Firmicutes in trial group Ⅲ was higher than that in trial groups Ⅰ and Ⅱ; the relative abundance of Bacteroidetes in trial group Ⅱ was higher than that in trial groups Ⅰ and Ⅲ; the relative abundances of Spirochaetota and Proteobacteria in trial group Ⅰ were higher than those in trial groups Ⅱ and Ⅲ. At the genus level, the relative abundance of Treponema in trial group Ⅰ was higher than that in trial groups Ⅱ and Ⅲ; the relative abundances of UCG-005 and Rikenellaceae_RC9_gut_group in trial group Ⅱ were higher than those in trial groups Ⅰ and Ⅲ. LEfSe analysis showed that Blautia was significantly enriched in trial group Ⅰ (P<0.05), Rikenellaceae, Rikenellaceae_RC9_gut_group and unclassified_Rikenellaceae_RC9_gut_group were significantly enriched in trial group Ⅱ (P<0.05), and Erysipelatoclostridiaceae was significantly enriched in trial group Ⅲ (P<0.05). In terms of functional prediction, the intestinal microbiota functions of Hu sheep did not change among the three groups. In conclusion, under the metabolizable energy level of 9.4 MJ/kg, the optimal protein level in PTMR for Hu sheep is 13.0%. PTMR with this protein level optimizes the intestinal microbiota structure, which not only ensures good growth performance but also effectively promotes beneficial bacteria and inhibits potential pathogenic bacteria, thereby maintaining the intestinal health of Hu sheep.

Key words： protein level; Hu sheep; growth performance; intestinal microbiota

Cite this article

ABUDOUKEYIMU Patigul , FAN Chen , HE Haiying , XIE Fengmei , LI Ge , HU Bo , GUO Jialin , ZHOU Yang , MAIMAITI Aimaitt , SULAIMAN Yiming , YANG Huiguo . Effects of Pelleted Total Mixed Rations with Different Protein Levels on Growth Performance and Intestinal Microbiota of Hu Sheep[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2026 , 38(2) : 1225 -1235 . DOI: 10.12418/CJAN2026.098

湖羊具有繁殖力强、早期生长快、耐粗饲、适应性强以及肉质鲜美等优点,是我国多胎肉用绵羊集约化养殖的首选品种[1]。在集约化养殖模式下,营养供给的精准性是提高养殖效益的关键因素,这意味着供给的营养水平要与动物特定生长阶段的生理需求高度匹配。但南疆地区的风沙大、温差剧烈、干旱等气候特点及集约化舍饲与本地传统散养的饲料结构差异,均可能导致湖羊营养需求与传统地区不同。研究表明,饲粮营养水平是影响动物生长发育的关键因素,适宜的营养水平对于降低饲养成本、改善生长性能、提高经济效益具有重要意义[2]。对于反刍动物育肥而言,饲粮蛋白质水平尤为重要,蛋白质供给过低会降低育肥湖羊的生长性能,过高则可能导致代谢病的发生[3]。因此,优化饲粮蛋白质水平对于育肥阶段湖羊的生长发育至关重要。尽管提高饲粮蛋白质水平常能促进动物生长,但这一过程的具体机制尚未完全阐明。特别是肠道菌群如何响应蛋白质水平的变化,并将这种变化转化为生长性能的差异,是当前研究亟待解决的核心问题[4]。目前关于饲粮蛋白质水平对湖羊的影响主要集中在生长性能、血清生化指标、屠宰性能和肉品质等方面,对湖羊肠道菌群方面影响的研究较少[5]。此外,在南疆特殊环境下,相对于粉状料,颗粒料可以有效降低饲粮损耗,且颗粒化全混合日粮能均匀混合粗、精料以避免湖羊挑食,确保营养均衡,同时便于集约化养殖中的储存与机械化饲喂,降低人工成本[6]。基于此,本试验配制不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮,结合16S rRNA高通量测序技术探究其对南疆地区湖羊生长性能和肠道菌群的影响,旨在为当地湖羊精准营养供给提供理论支持。

1 材料与方法

1.1 试验时间与地点

饲养试验于2025年5月至2025年8月在新疆维吾尔自治区和田地区墨玉县碧邦羊业发展有限公司的试验基地内完成。

1.2 试验动物与试验设计

本试验所有动物试验程序均经新疆畜牧科学院畜牧研究所试验动物伦理委员会的批准(No.202505)。选取规模化舍饲养殖条件下4月龄、体重[(27.09±1.83) kg]相近且健康状况良好的湖羊公羊90只,随机分为3组,每组3个栏舍(重复),每个栏舍饲喂10只湖羊。参照《肉羊营养需要量》(NY/T 816—2021)配制蛋白质水平分别为11.0%(试验Ⅰ组)、13.0%(试验Ⅱ组)和15.0%(试验Ⅲ组)且代谢能水平均为9.4 MJ/kg的3种颗粒化全混合日粮,对应饲喂3组试验羊。
本研究中的试验饲粮组成及营养水平见表1。所有湖羊在试验期间均自由采食试验饲粮,自由饮水,每天对羔羊进行人工饲喂2次。饲养试验共持续75 d,其中预试期15 d,正试期60 d。
表1 试验饲粮组成及营养水平(风干基础)

Table 1 Composition and nutrient levels of experimental diets (air-dry basis) %

项目Items 试验Ⅰ组Trial group Ⅰ 试验Ⅱ组Trial group Ⅱ 试验Ⅲ组Trial group Ⅲ
原料Ingredients
干玉米秸Dry corn stover 23 22 21
玉米Corn 51.7 42.3 40.5
玉米胚芽粕Corn germ meal 4.5 8.4 5.5
棉籽粕Cottonseed meal 3 6.5 12
干酒糟及其可溶物DDGS 4.5 7 9
喷浆玉米皮Corn bran with spray liquor 6.5 7 4.1
200型糊化蛋白Gelatinized protein type 2001) 1 1 1.2
氯化铵NH4Cl 0.4 0.4 0.5
碳酸钙CaCO3 1.5 1.5 1.6
氯化钠NaCl 0.8 0.8 0.8
小苏打NaHCO3 1.2 1.2 1.2
磷酸氢钙CaHPO4 0.9 0.9 1.2
维生素B12 Vitamin B12 1 1 1.4
合计Total 100 100 100
营养水平Nutrient levels2)
代谢能ME/(MJ/kg) 9.42 9.4 9.42
干物质DM 87 87 88
粗蛋白质CP 11.07 13.07 15.11
钙Ca 0.82 0.82 0.91
磷P 0.41 0.46 0.53
中性洗涤纤维NDF 25.36 26.44 25.24
酸性洗涤纤维ADF 11.8 12.21 12.18

1) 200型糊化蛋白是指经过高温挤压和调质处理的豆粕。Gelatinized protein type 200 refers to soybean meal that has undergone high-temperature extrusion and conditioning treatment.

2) 代谢能为计算值,其他均为实测值。 ME is a calculated value, while others are measured values.

1.3 测定指标与方法

1.3.1 饲粮营养水平测定

饲粮干物质(DM)含量根据GB/T 6435—2006测定,粗蛋白质(CP)含量根据GB/T 6432—2018测定,中性洗涤纤维(NDF)含量根据GB/T 20806—2022测定,酸性洗涤纤维(ADF)含量根据NY/T 1452—2022测定,钙(Ca)含量根据GB/T 6436—2018测定,磷(P)含量根据GB/T 6437—2018测定。代谢能(ME)为所有饲料原料的代谢能[《中国饲料成分及营养价值表(2020年第31版)》中反刍动物对应的代谢能数据]与其占饲粮的百分比的乘积之和。

1.3.2 湖羊生长性能的测定

在正试期的第1天和第60天,使用电子秤晨饲前对所有试验羊进行空腹称重,分别作为初重(第1天体重)和末重(第60天体重),并计算平均日增重(ADG)。ADG计算公式如下:
ADG(g/d)=(末重-初重)/试验天数。

1.3.3 湖羊肠道菌群分析

在试验第60天,禁食24 h后,每组随机选取8只羊,带无菌手套刮取羊直肠末端粪便样品约5 g,并将新鲜、无污染的粪便样品装入冻存管中,液氮速冻后转移至-80 ℃的冰箱保存。将采集到的新鲜粪便样品采用16S rRNA高通量测序技术进行细菌多样性检测。使用TGuide S96磁性粪便DNA试剂盒[天能生物(北京)有限公司],按照试剂盒说明从粪便样品中提取总基因组DNA。细菌16S rRNA基因的高变区V3~V4用引物对338F(5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3')和806R(5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3')扩增。在琼脂糖凝胶上检查PCR产物,并通过Omega DNA纯化试剂盒(Omega Inc.,美国)纯化。收集纯化的PCR产物,并在Illumina NovaSeq 6000平台上进行双端(2×250 bp)测序,由北京百迈客生物科技有限公司代测。
使用USEARCH(10.0版)将相似性阈值超过97%的合格序列分配给1个操作分类单元(OTU)。OTU的分类注释基于QIIME2软件[7]中的朴素贝叶斯分类器使用SILVA数据库[8](138.1版)进行,置信度阈值为70%。使用QIIME2计算Alpha多样性指数,并采用主坐标分析(PCoA)可视化基于Binary-Jaccard距离的Beta多样性,以评估不同样品间菌群组成的差异程度。采用单因素方差分析比较细菌相对丰度和多样性指数。采用线性判别分析(LDA)结合效应大小(LEfSe)评价差异丰度类群。最后使用PICRUSt2软件进行功能预测分析。

1.4 数据处理与分析

试验数据使用Excel 2019进行初步整理后,使用SPSS 27.0软件进行单因素方差分析(one-way ANOVA),并用LSD法进行组间多重比较(显著性水平设置为0.05),数据结果以平均值±标准差表示。

2 结果与分析

2.1 不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮对湖羊生长性能的影响

由表2可知,各组间湖羊初重无显著差异(P>0.05);试验Ⅱ、Ⅲ组湖羊的末重和平均日增重均较试验Ⅰ组显著增加(P<0.05),尤以试验Ⅲ组湖羊的平均日增重最高。整个试验期,试验Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ组的总增重分别为13.72、16.16和20.21 kg。
表2 不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮对湖羊生长性能的影响

Table 2 Effects of pelleted total mixed rations with different protein levels on growth performance of Hu sheep

项目
Items		 试验Ⅰ组
Trial group Ⅰ		 试验Ⅱ组
Trial group Ⅱ		 试验Ⅲ组
Trial group Ⅲ		 P值
P-value
初重IBW/kg 27.07±1.67 27.01±1.91 27.11±1.97 0.996
末重FBW/kg 40.79±3.71b 43.17±3.41a 47.32±4.27a <0.001
平均日增重ADG/(g/d) 230.00±46.83b 267.30±53.24a 336.70±61.10a <0.001

同行数据肩标无字母或相同字母表示差异不显著(P>0.05),不同小写字母表示差异显著(P<0.05)。下表同。

In the same row, values with no letter or the same letter superscripts indicate no significant difference (P>0.05), while with different lowercase letter superscripts indicate significant differences (P<0.05). The same as below.

2.2 不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮对湖羊肠道菌群的影响

2.2.1 测序基本结果及Alpha多样性分析

由图1所示,随着测序深度的增加,3组样本的OTU数量也逐渐增加,并逐渐趋于平稳,表明测序质量良好,可以用来研究细菌群落结构。
图1 样本稀释曲线

A1~A8为试验Ⅰ组的8个样本,B1~B8为试验Ⅱ组的8个样本,C1~C8为试验Ⅲ组的8个样本。

Fig.1 Rarefaction curve of samples

A1 to A8 represent the eight samples in trial group Ⅰ, B1 to B8 represent the eight samples in trial group Ⅱ, and C1 to C8 represent the eight samples in trial group Ⅲ.

由表3可知,3组之间肠道菌群的Ace、Chao1和Simpson指数无显著差异(P>0.05),表明不同蛋白质水平对湖羊肠道菌群丰富度无显著影响;随着蛋白质水平的升高,Shannon指数不断升高,试验Ⅲ组有显著高于试验Ⅰ组的趋势(P=0.065),表明试验Ⅲ组湖羊的肠道菌群多样性相对更高。
表3 Alpha多样性指数

Table 3 Alpha diversity indexes

项目
Items		 试验Ⅰ组
Trial group Ⅰ		 试验Ⅱ组
Trial group Ⅱ		 试验Ⅲ组
Trial group Ⅲ		 P值
P-value
Ace指数Ace index 1 070.28±240.03 1 162.10±251.17 1 198.52±203.72 0.534
Chao1指数Chao1 index 1 062.96±238.94 1 154.30±249.01 1 191.14±203.82 0.532
Simpson指数Simpson index 0.96±0.05 0.98±0.02 0.99±0.01 0.142
Shannon指数Shannon index 7.27±1.02 7.87±0.76 8.22±0.40 0.065

2.2.2 Beta多样性分析

图2为基于Binary-Jaccard距离的PCoA,结果显示,主坐标1(PC1)对组间差异的贡献值为7.19%,主坐标2(PC2)为4.95%,主坐标3(PC3)为4.86%。试验Ⅱ、Ⅲ组内样本距离较近,而试验Ⅰ组与试验Ⅱ、Ⅲ组样本距离较远且无交集,说明试验Ⅱ、Ⅲ组内样本相似度较高,而试验Ⅰ组与试验Ⅱ、Ⅲ组的菌群结构存在差异,说明低蛋白质水平改变了湖羊肠道菌群的组成。
图2 基于Binary-Jaccard距离的主坐标分析

Fig.2 PCoA based on Binary-Jaccard distance

如图3所示,3组的24个样本中共鉴定出17 529个OTU,试验Ⅰ、Ⅱ和Ⅲ组的OTU数量分别为6 554、7 222和7 211个,其中3组共有的OTU数量为934个;试验Ⅰ组特有的OTU有4 745个,试验Ⅱ组特有的OTU有5 118个,试验Ⅲ组特有的OTU有5 142个。
图3 基于OTU的Venn图

Fig.3 Venn diagram based on OTU

2.2.3 在门、属水平上的物种组成差异

各组样本在门水平上优势菌群的相对丰度分布如图4-A所示,相对丰度排名前10的菌门为厚壁菌门(Firmicutes)、拟杆菌门(Bacteroidetes)、螺旋体门(Spirochaetota)、变形菌门(Proteobacteria)、放线菌门(Actinobacteriota)、弯曲菌门(Campylobacterota)、纤维杆菌门(Fibrobacterota)、脱硫弧菌门(Desulfobacterota)、蓝细菌门(Cyanobacteria)和帕特斯细菌门(Patescibacteria),湖羊肠道菌群中的相对丰度最高的菌门是厚壁菌门,其次是拟杆菌门,两者占比合计超过80%。在试验Ⅲ组中,厚壁菌门的相对丰度略高于试验Ⅰ、Ⅱ组;在试验Ⅱ组中,拟杆菌门的相对丰度高于试验Ⅰ、Ⅲ组;试验Ⅰ组螺旋体门和变形菌门的相对丰度高于试验Ⅱ、Ⅲ组。
图4 肠道菌群在门水平(A)和属水平(B)上相对丰度的柱状图

Fig.4 Histograms of relative abundance of intestinal microbiota at phylum level (A) and genus level (B)

各组样本在属水平上优势菌群的相对丰度分布如图4-B所示,属水平上,50%以上是其他菌属,各组相对丰度排名前10的菌属为UCG-005、密螺旋体属(Treponema)、克里斯滕森菌科R-7群(Christensenellaceae_R-7_group)、理研菌科RC9肠道群(Rikenellaceae_RC9_gut_group)、拟杆菌属(Bacteroides)、未分类的Muribaculaceae(unclassi-fied_Muribaculaceae)、布劳特氏菌属(Blautia)、未分类的产粪甾醇真杆菌群(unclassified_[Eubacterium]_coprostanoligenes_group)、毛梭菌属(Lachnoclostridium)和瘤胃球菌属(Ruminococcus),其中以UCG-005、密螺旋体属和理研菌科RC9肠道群的相对丰度较高。与试验Ⅰ、Ⅲ组相比,试验Ⅱ组UCG-005、理研菌科RC9肠道群的相对丰度较高;试验Ⅰ组密螺旋体属的相对丰度高于其他2组。

2.2.4 LEfSe分析

采用LEfSe方法分析3组样本间菌群的显著性差异,设定LDA得分的阈值为4,以此筛选3组间具有统计学差异的物种,并绘制进化分支图(图5-A)和LDA得分分布柱状图(图5-B)。由图5可知,在属水平上,试验Ⅰ组中布劳特氏菌属(Blautia)显著富集(P<0.05),试验Ⅱ组中理研菌科(Rikenellaceae)及其从属的理研菌科RC9肠道群、未分类的理研菌科RC9肠道群(unclassified_Rikenellaceae_RC9_gut_group)显著富集(P<0.05),试验Ⅲ组中则是丹毒梭菌科(Erysipelatoclostridiaceae)显著富集(P<0.05)。
图5 LEfSe分析结果:进化分支图(A)和LDA得分分布柱状图(B)

s_unclassified_Rikenellaceae_RC9_gut_group:s_未分类的理研菌科RC9肠道群;g_Rikenellaceae_RC9_gut_group:g_理研菌科RC9肠道群;f_Rikenellaceae:f_理研菌科;f_Erysipelatoclostridiaceae:f_丹毒梭菌科;g_Blautia:g_布劳特氏菌属。

Fig.5 Results of LEfSe analysis: cladogram (A) and histogram of LDA score (B)

2.2.5 功能预测与结果分析

为了进一步了解不同蛋白质水平对湖羊肠道菌群功能的改变,利用PICRUST2软件预测相应的微生物代谢途径。由图6可知,在一级功能水平上,3组湖羊的肠道菌群功能未发生改变,代谢通路的构成以新陈代谢(metabolism)为核心,遗传信息处理(genetic information processing)与环境信息处理(environmental information processing)等通路则位居其次。
图6 功能注释相对丰度柱形图

Fig.6 Bar plot of relative abundance for functional annotation

3 讨论

3.1 不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮对湖羊生长性能的影响

育肥期羔羊的体重和增重是评判其生长性能的重要指标,在饲粮营养水平适宜的前提下,羔羊的生长潜力得到最大的发挥[9]。但实际生产中,营养结构、养殖环境、肠道健康等因素导致生长性能呈现差异,其中饲粮营养水平的调控作用最为直接且关键[10],其通过提供能量、蛋白质等关键营养素,直接决定动物肌肉蛋白质沉积、能量代谢效率与机体健康状态,最终体现为生长性能的差异。能量是动物维持基础代谢与生长的关键因素,蛋白质是肌肉、酶、激素的主要成分,而体重增长的核心是“肌肉蛋白质沉积”,而饲粮中的蛋白质是合成肌肉蛋白质的原料之一。邹超霞等[11]研究发现,饲喂较高蛋白质水平饲粮可显著提升湖羊的末重、平均日增重,证实蛋白质水平对湖羊生长性能的正向调控效应。黄文琴等[12]研究发现,饲粮蛋白质水平显著影响湖羊的平均日增重,其水平变化可直接引发生长性能的显著波动。
本研究中,饲喂不同蛋白质水平颗粒化全混合日粮的湖羊的生长性能呈现出显著差异,试验Ⅱ、Ⅲ组的平均日增重显著高于试验Ⅰ组,且增重幅度随蛋白质水平的升高而升高,这一结果与Jiao等[13]的研究结论一致。造成平均日增重差异的原因可能是低蛋白质水平下,氮源供给不足导致肌肉蛋白质合成原料匮乏[14],即使能量充足,肌肉蛋白质沉积仍受限,而随着蛋白质水平的提升,充足的氨基酸供体不仅满足肌肉蛋白质合成需求,还可促进胃肠道中蛋白质降解菌增殖。

3.2 不同蛋白质水平的颗粒化全混合日粮对湖羊肠道菌群的影响

肠道微生态环境是由多种微生物共同组合而成,每种微生物都有其各自的功能,主要作用为快速吸收营养物质、预防疾病发生等。肠道菌群是依靠机体本身或饲粮中的营养物质存活于动物肠道中,它们将营养物质吸收分解后供给于机体使用,促进了机体自身对营养物质的吸收、代谢和消化[15]。16S rRNA基因测序是研究肠道菌群结构的常用方法。本研究采用通用引物对338F/806R对湖羊肠道菌群16S rRNA基因V3~V4区进行扩增和测序。这对引物在微生物生态学研究中应用广泛,能有效覆盖绝大多数细菌类群。然而,任何PCR引物都存在一定的扩增偏好性。338F/806R引物对也不例外,它可能对某些细菌门(如变形菌门)的扩增效率高于其他门类(如厚壁菌门)。这种偏好性可能导致测序结果中某些菌群的相对丰度被高估,而另一些则被低估。此外,该引物对还可能非特异性扩增宿主基因组DNA或形成引物二聚体,从而引入背景信号[16]。尽管存在此潜在偏差,但本研究旨在比较不同蛋白质水平组之间的相对差异,而非测定绝对丰度,因此该系统误差在各组间一致,不影响主要结论。
基于OTU的Venn图可反映不同组之间共有和特有的OTU数量,直观地反映出每组的物种丰富度[17]。Alpha多样性用于评估肠道菌群的多样性,通过Chao1指数反映物种的总数,通过Shannon、Simpson指数等反映物种的多样性。PCoA图可直观地反映出各组组内和组间的差异性[18]。周鹏宇等[19]研究发现,补饲不同蛋白质水平饲粮对牦牛肠道菌群的多样性、丰富度和覆盖率无显著影响。张颖楠等[20]研究发现,不同饲喂水平对断奶牦牛犊牛肠道菌群的Alpha多样性无显著影响。本研究结果显示,试验Ⅱ和Ⅲ组的OTU数量比试验Ⅰ组多,且以试验Ⅱ组的OTU数量最多,说明试验Ⅱ组肠道菌群的物种丰富度最大;各组之间的Chao1和Ace指数无显著差异,说明了不同蛋白质水平虽然影响了湖羊的生长,但是对肠道细菌丰富度影响不大,这可能因为肠道菌群有一定的稳定性;而试验Ⅲ组的Shannon指数趋于显著的高于试验Ⅰ组,表明提高蛋白质水平可能提升肠道菌群的多样性。Beta多样性分析显示,试验Ⅱ和Ⅲ组形成了明显区分于试验Ⅰ组的聚类簇,说明试验Ⅱ和Ⅲ组之间差异性较小,二者与试验Ⅰ组的差异性较大,原因可能是低蛋白质水平改变了肠道碳氮比(C/N),抑制了依赖高氮环境细菌(如理研菌科)的生长,促进了耐低氮细菌(如螺旋体属)的生长,这与Bartlett等[21]得出的饲粮营养比调控菌群结构的结论一致。
肠道菌群及其代谢产物对动物健康起着重要作用,而饲粮是影响肠道菌群组成的重要因素之一。已有文献报道,厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门和螺旋体门是湖羊肠道中的优势菌门,在门水平上反映了肠道菌群的组成情况且在营养吸收中发挥重要的作用[22]。厚壁菌门中大多数成员都作为有益菌参与机体代谢,其分泌纤维素酶、半纤维素酶及蛋白酶,可促进纤维降解与能量吸收[23]。UCG-005、克里斯滕森菌科R-7群都是厚壁菌门的重要成员,其可以降解粗纤维,从而产生短链脂肪酸,提升能量利用率[24]。本研究中,试验Ⅲ组厚壁菌门相对丰度高于试验Ⅰ和Ⅱ组,试验Ⅱ和Ⅲ组UCG-005、克里斯滕森菌科R-7群的相对丰度高于试验Ⅰ组。
拟杆菌门可降解含氮化合物(如蛋白质)与非纤维碳水化合物(如淀粉),为机体提供能量[25]。理研菌科RC9肠道群作为一种有益菌,可促进粗饲料的消化,在机体的供能方面起到重要作用[26]。本研究中,试验Ⅱ组的拟杆菌门、理研菌科RC9肠道群的相对丰度高于试验Ⅰ和Ⅲ组。螺旋体门虽可降解纤维素,但部分菌株与肠道炎症相关[27];变形菌门则是以有害菌为主的“条件致病菌门”,当肠道中变形菌门相对丰度升高时,说明肠道微生态失衡或出现不稳定的现象[28]。本研究中,试验Ⅰ组变形菌门、螺旋体门、螺旋体属的相对丰度高于试验Ⅱ和Ⅲ组。LEfSe分析显示,试验Ⅱ组富集理研菌科,该菌科可通过产生挥发性脂肪酸发挥抗炎作用[29],与试验Ⅱ组肠道健康状态一致;试验Ⅰ组富集布劳特氏菌属,该菌属虽可调节免疫[30],但可能因低蛋白质水平导致其过度富集反而打破菌群平衡;试验Ⅲ组富集丹毒梭菌科,该菌科可降解纤维素[31],与试验Ⅲ组的高平均日增重结果呼应。以上结果表明,代谢能水平一致的情况下,11.0%低蛋白质水平的饲粮因低于湖羊营养需求,导致湖羊肠道菌群失衡,诱导免疫相关菌异常增殖;蛋白质水平为13.0%的饲粮促进湖羊肠道中有益菌(拟杆菌门、理研菌科、瘤胃球菌科等)富集,有助于改善肠道稳态;15.0%高蛋白质水平的饲粮虽然提升了湖羊的平均日增重,但富集了丹毒梭菌科,此菌科虽具降解纤维素能力,但长期效应需进一步评估。需补充的是,饲粮中玉米与棉籽粕虽为变量,但各组饲粮代谢能水平(9.4 MJ/kg)一致,且棉籽粕为优质蛋白质源,其添加仅为调节蛋白质水平,未引入其他抗营养因子,故该变量未对结果产生干扰,蛋白质水平是影响肠道菌群与生长性能的核心因素。
功能预测结果显示,各组菌群功能集中在新陈代谢与遗传信息处理上,这支持了唐鹏等[32]的观点,即饲粮蛋白质水平不影响肠道菌群核心功能。这意味着肠道菌群的核心代谢功能是稳定的,能持续为湖羊提供营养,因此,蛋白质水平对湖羊生长性能的调控主要是通过改变肠道菌群结构来实现的,而非改变其功能。

4 结论

综上所述,在相同代谢能(9.4 MJ/kg)水平下,相较于11.0%和15.0%,13.0%是湖羊颗粒化全混合日粮蛋白质水平的最佳选择。13.0%蛋白质水平的颗粒化全混合日粮通过优化肠道菌群结构,在保证较好生长性能的同时,能更有效地促进有益菌、抑制潜在致病菌,从而维持湖羊肠道健康。

References

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[1]
张雨, 王瑶, 杨幸达, 等. 饲粮添加黄芩苷和包被黄芩苷对育肥湖羊生长性能、屠宰性能和肉品质的影响[J]. 动物营养学报, 2024, 36(11):7161-7172.

DOI

ZHANG Y, WANG Y, YANG X D, et al. Effects of dietary baicalin and coated baicalin on growth performance,slaughter performance and meat quality of fattening Hu sheep[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2024, 36(11):7161-7172. (in Chinese)

DOI

[2]
乔建国, 杨玉芬. 日粮纤维对猪营养物质消化率、消化道发育及消化酶活性的影响[J]. 中国农学通报, 2007, 23(2):18-21.

QIAO J G, YANG Y F. Effect of dietary fiber on nutrient digestibility, development of digestive tract and activity of digestive enzyme in growing pigs[J]. Chinese Agricultural Science Bulletin, 2007, 23(2):18-21. (in Chinese)

DOI

[3]
黄杰, 贡笑笑, 巩帅, 等. 日粮中能量和蛋白质水平对幼龄反刍动物生长发育影响的研究进展[J]. 饲料研究, 2020, 43(5):122-125.

HUANG J, GONG X X, GONG S, et al. Research progress on effect of dietary energy and protein levels on the growth and development of young ruminants[J]. Feed Research, 2020, 43(5):122-125. (in Chinese)

[4]
SAVAGE D C. Microbial ecology of the gastrointestinal tract[J]. Annual Review of Microbiology, 1977,31:107-133.

[5]
牛骁麟, 郭涛, 周文静, 等. 日粮粗蛋白质水平对育肥湖羊瘤胃微生物组成和发酵参数的影响[J]. 草业科学, 2020, 37(5):975-983.

NIU X L, GUO T, ZHOU W J, et al. Effects of dietary crude protein level on rumen microbial composition and the fermentation parameters of finishing Hu lambs[J]. Pratacultural Science, 2020, 37(5):975-983. (in Chinese)

[6]
崔建华. 全价颗粒饲料与传统精、粗料混合饲喂技术对肉羊育肥效果的对比试验[J]. 畜牧与饲料科学, 2016, 37(4):38-40.

CUI J H. Comparison of effects of feeding complete pellet feed and traditional feeding method with mixture of concentrate and roughage on growth of fattening lambs[J]. Animal Husbandry and Feed Science, 2016, 37(4):38-40. (in Chinese)

[7]
BOLYEN E, RIDEOUT J R, DILLON M R, et al. Reproducible,interactive,scalable and extensible microbiome data science using QIIME2[J]. Nature Biotechnology, 2019, 37(8):852-857.

DOI

[8]
QUAST C, PRUESSE E, YILMAZ P, et al. The SILVA ribosomal RNA gene database project:improved data processing and web-based tools[J]. Nucleic Acids Research, 2013, 41(D1):D590-D596.

[9]
郭万正, 柯有田, 尚延琮, 等. 不同粗蛋白质水平全混合颗粒日粮对马头山羊生长性能及血液生化指标的影响[J]. 中国畜牧杂志, 2019, 55(10):108-110,125.

GUO W Z, KE Y T, SHANG Y C, et al. Effects of different crude protein levels of formulated pellet diets on growth performance and blood biochemical parameters of Matou goats[J]. Chinese Journal of Animal Science, 2019, 55(10):108-110,125. (in Chinese)

[10]
KIM Y H, HAN I K, CHOI Y J, et al. Effects of dietary levels of chromium picolinate on growth performance,carcass quality and serum traits in broiler chicks[J]. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 1996, 9(3):341-347.

DOI

[11]
邹超霞, 张瑞门, 李鹏举, 等. 高蛋白水平日粮对湖羊生长性能、肉品质及血常规的影响[J]. 当代畜禽养殖业, 2023(2):3-6.

ZOU C X, ZHANG R M, LI P J, et al. Effects of high crude protein diet on growth performance,meat quality and blood routine of Hu sheep[J]. Contemporary Animal Husbandry, 2023(2):3-6. (in Chinese)

[12]
黄文琴, 祁敏丽, 吕小康, 等. 饲粮能量和蛋白质水平对21-60日龄湖羊生长、消化性能及血清指标的影响[J]. 畜牧兽医学报, 2019, 50(1):105-114.

HUANG W Q, QI M L, LV X K, et al. Effects of dietary energy and protein levels on the growth,digestion performance and serum indexes of 21-60 days old Hu sheep lambs[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2019, 50(1):105-114. (in Chinese)

[13]
JIAO N, FENG W M, MA C, et al. Effects of dietary protein levels on digestion,metabolism,serum biochemical indexes,and rumen microflora of Lanzhou fat-tailed sheep[J]. Animals, 2024, 15(1):25.

DOI

[14]
RAO K Q, XIE J J, YANG X J, et al. Maternal low-protein diet programmes offspring growth in association with alterations in yolk leptin deposition and gene expression in yolk-sac membrane,hypothalamus and muscle of developing Langshan chicken embryos[J]. British Journal of Nutrition, 2009, 102(6):848-857.

DOI

[15]
BAIRAGI A, GHOSH K S, SEN S K, et al. Enzyme producing bacterial flora isolated from fish digestive tracts[J]. Aquaculture International, 2002, 10(2):109-121.

DOI

[16]
SIPOS R, SZÉKELY A J, PALATINSZKY M, et al. Effect of primer mismatch,annealing temperature and PCR cycle number on 16S rRNA gene-targetting bacterial community analysis[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2007, 60(2):341-350.

DOI

[17]
陈烨馨, 谢梦圆, 李文豪, 等. 牛轮状病毒和志贺菌阳性犊牛腹泻粪便样本中肠道菌群的分析[J]. 畜牧兽医学报, 2023, 54(4):1624-1631.

DOI

CHEN Y X, XIE M Y, LI W H, et al. Analysis of intestinal flora in faecal samples from rotavirus and Shigella positive calves with diarrhoea[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2023, 54(4):1624-1631. (in Chinese)

[18]
BEYI A F, BRITO-GOULART D, HAWBECKER T, et al. Danofloxacin treatment alters the diversity and resistome profile of gut microbiota in calves[J]. Microorganisms, 2021, 9(10):2023.

DOI

[19]
周鹏宇, 胡博, 崔占鸿, 等. 暖季补饲不同蛋白质水平饲粮对放牧牦牛生长性能及肠道微生物的影响[J]. 动物营养学报, 2025, 37(6):3889-3902.

DOI

ZHOU P Y, HU B, CUI Z H, et al. Effects of supplemental feeding diets with different protein levels on growth performance and intestinal microorganisms of grazing yaks during warm season[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2025, 37(6):3889-3902. (in Chinese)

DOI

[20]
张颖楠, 李世关, 刘书杰, 等. 不同饲喂水平对断奶牦牛犊牛生长性能、瘤胃发酵及微生物区系的影响[J]. 饲料工业, 2023, 44(6):38-45.

ZHANG Y N, LI S G, LIU S J, et al. Effects of different feeding levels on growth performance,rumen fermentation and microbiota of weaned yak calves[J]. Feed Industry, 2023, 44(6):38-45. (in Chinese)

[21]
BARTLETT A, KLEINER M. Dietary protein and the intestinal microbiota:an understudied relationship[J]. iScience, 2022, 25(11):105313.

DOI

[22]
李世杰, 张金辉, 王英民, 等. 不同性别湖羊早期定植肠道菌群分析[J]. 河南农业大学学报, 2024, 58(2):249-258.

LI S J, ZHANG J H, WANG Y M, et al. Analysis of intestinal flora early colonizing in Hu-sheep of different genders[J]. Journal of Henan Agricultural University, 2024, 58(2):249-258. (in Chinese)

[23]
BRULC J M, ANTONOPOULOS D A, BERG MILLER M E, et al. Gene-centric metagenomics of the fiber-adherent bovine rumen microbiome reveals forage specific glycoside hydrolases[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2009, 106(6):1948-1953.

DOI

[24]
TATE M L, MATHIAS H C, FENNESSY P F, et al. A new gene mapping resource:interspecies hybrids between Père David’s deer (Elaphurus davidianus) and red deer (Cervus elaphus)[J]. Genetics, 1995, 139(3):1383-1391.

DOI

[25]
LV J, GUO L J, CHEN B X, et al. Effects of different probiotic fermented feeds on production performance and intestinal health of laying hens[J]. Poultry Science, 2022, 101(2):101570.

DOI

[26]
ZHANG J, SHI H T, WANG Y J, et al. Effect of dietary forage to concentrate ratios on dynamic profile changes and interactions of ruminal microbiota and metabolites in Holstein heifers[J]. Frontiers in Microbiology, 2017,8:2206.

[27]
李雪, 王加启, 张养东, 等. 不同粗饲料水平对湖羊瘤胃及盲肠菌群结构与功能的影响[J]. 畜牧兽医学报, 2022, 53(5):1423-1435.

LI X, WANG J Q, ZHANG Y D, et al. Effects of different roughage levels on gut microbiota structure and function in rumen and cecum of Hu sheep[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2022, 53(5):1423-1435. (in Chinese)

[28]
吴海涛, 莘余, 吕尚揆, 等. 葛根多糖对腹泻犊牛炎性因子含量、抗氧化能力、免疫功能、DAO活性及肠道菌群的影响[J]. 四川农业大学学报, 2023, 41(4):698-706.

WU H T, SHEN Y, LV S K, et al. Effects of Pueraria polysaccharides on contents of inflammatory factors,antioxidant capacity,immune function,DAO activity and intestinal microflora of neonatal diarrheic calves[J]. Journal of Sichuan Agricultural University, 2023, 41(4):698-706. (in Chinese)

[29]
HEINONEN S, NURMI T, LIUKKONEN K, et al. In vitro metabolism of plant lignans:new precursors of mammalian lignans enterolactone and enterodiol[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2001, 49(7):3178-3186.

DOI

[30]
HAMAJIMA H, MATSUNAGA H, FUJIKAWA A, et al. Japanese traditional dietary fungus koji Aspergillus oryzae functions as a prebiotic for Blautia coccoides through glycosylceramide:Japanese dietary fungus koji is a new prebiotic[J]. SpringerPlus, 2016, 5(1):1321.

DOI

[31]
吴金鸳. 宿主遗传对猪肠道微生物的时空影响研究及AO基因影响猪肠道丹毒丝菌的分子机制[D]. 博士学位论文. 南昌: 江西农业大学, 2021.

WU J Y. Investigating the temporal and spatial effects of host genetics on the gut microbiota,and elucidating the mechanism of AO gene affecting porcine intestinal Erysipelotrichaceae[D]. Ph.D.Thesis. Nanchang: Jiangxi Agricultural University, 2021. (in Chinese)

[32]
唐鹏, 王尧悦, 王国军, 等. 饲粮能量和蛋白质水平对陕北白绒山羊生长性能、血清生化指标、屠宰性能和肉品质的影响[J]. 动物营养学报, 2018, 30(6):2194-2201.

TANG P, WANG Y Y, WANG G J, et al. Effects of dietary energy and protein levels on growth performance,serum biochemical indices,slaughter performance and meat quality of Shanbei white cashmere goats[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2018, 30(6):2194-2201. (in Chinese)

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