Chinese Journal of Animal Nutrition >

2026 , Vol. 38 >Issue 3: 2233 - 2248

DOI: https://doi.org/10.12418/CJAN2026.179

RESEARCH PAPER

Assessment of Effects of Red Corn and Purple Corn on Gas Production Characteristics, Rumen Fermentation Parameters and Rumen Microbiota of Meat Goats by in Vitro Gas Production Method

  • LONG Yu , 1, 2 ,
  • TIAN Xingzhou , 1, 2, 3, * ,
  • QIN Jixiao 1, 2 ,
  • CHEN Rui 1, 2 ,
  • XIE Shuanglong 1, 2 ,
  • ZHONG Rongzhen 3 ,
  • GAO Chengcheng 1, 2 ,
  • LI Peiyao 1, 2 ,
  • BAN Yiming 1, 2 ,
  • LU Qi 1, 2
Expand
  • 1 Key Laboratory of Animal Genetics, Breeding and Reproduction in the Plateau Mountainous Region, Ministry of Education, Guizhou University, Guiyang 550025, China
  • 2 College of Animal Science, Guizhou University, Guiyang 550025, China
  • 3 Jilin Province Feed Processing and Ruminant Precision Breeding Cross Regional Cooperation Technology Innovation Center, Northeast Institute of Geography and Agroecology, Chinese Academy of Sciences, Changchun 130102, China
*associate professor, E-mail:

Received date: 2025-07-24

  Online published: 2026-03-16

Fold

Abstract

This experiment aimed to evaluate the effects of red corn and purple corn on gas production characteristics, rumen fermentation parameters and microbiota of meat sheep using the in vitro gas production technique. White corn [control group (CON group)], red corn (D1 group) and purple corn (D2 group) were used as fermentation substrates, respectively, and six healthy female Qianbei Ma goats were selected as rumen fluid donors for in vitro fermentation. The results showed as follows: 1) after 48 hours of in vitro fermentation, there was no significant difference in cumulative gas production among the three groups (P>0.05). However, the gas production kinetic parameters, including the rapidly degradable fraction gas production (a) and the potential gas production (a+b), were significantly higher in the D1 and D2 groups than in the CON group (P<0.05). 2) Compared with the CON group, the D1 and D2 groups exhibited significantly higher pH at 6, 12, and 24 hours of in vitro fermentation, as well as significantly increased the concentrations of ammonia nitrogen (NH3-N), propionic acid, and total volatile fatty acids (TVFA) at 24 hours of in vitro fermentation (P<0.05). 3) After 24 hours of in vitro fermentation, the neutral detergent fiber degradation rate (NDFD) was significantly higher in the D1 and D2 groups than in the CON group (P<0.05). 4) After 24 hours of in vitro fermentation, at the phylum level, the relative abundances of Spirochaetota, Desulfobacterota, and Fibrobacterota were significantly higher in the D1 and D2 groups than in the CON group (P<0.05). At the genus level, the relative abundances of Rikenellaceae_RC9_gut_group and Succiniclasticum in the D1 and D2 groups were significantly higher than those in the CON group (P<0.05), whereas the relative abundance of Clostridium_sensu_stricto_1 was significantly lower than that in the CON group (P<0.05). 5) In the 24 hours in vitro fermentation broth, the concentration of NH3-N showed a significantly positive correlation with the relative abundances of Bacteroidota and Eubacterium_ruminantium_group (P<0.05), while exhibited a significantly negative correlation with the relative abundance of Firmicutes (P<0.05). The TVFA concentration was significantly positively correlated with the relative abundances of Anaerovibrio, Succiniclasticum and Rikenellaceae_RC9_gut_group (P<0.05). In conclusion, under in vitro fermentation conditions, compared with white corn, red corn and purple corn can improve the gas production kinetic parameters, rumen fermentation parameters, nutrient degradation rates, and rumen microbiota of meat goats.

Key words： red corn; purple corn; in vitro fermentation; rumen fermentation parameters; microbiota

Cite this article

LONG Yu , TIAN Xingzhou , QIN Jixiao , CHEN Rui , XIE Shuanglong , ZHONG Rongzhen , GAO Chengcheng , LI Peiyao , BAN Yiming , LU Qi . Assessment of Effects of Red Corn and Purple Corn on Gas Production Characteristics, Rumen Fermentation Parameters and Rumen Microbiota of Meat Goats by in Vitro Gas Production Method[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2026 , 38(3) : 2233 -2248 . DOI: 10.12418/CJAN2026.179

瘤胃是反刍动物消化、吸收和代谢营养物质的关键场所,对其健康具有重要作用[1]。花青素作为天然多酚类化合物,因其较强的抗氧化与抗炎特性,在功能性饲料开发中受到广泛关注。已有研究表明,花青素不仅能缓解瘤胃pH下降、提升瘤胃发酵水平并促进养分吸收[2],还能调节多种有益菌群的相对丰度,有助于维持瘤胃微生态稳态[3]。例如,Tian等[3]研究发现,紫玉米花青素能够提高山羊瘤胃液中乙酸的浓度及乙丙比,同时降低丙酸和丁酸的浓度,从而优化挥发性脂肪酸(VFA)的组成。Gao等[4]的研究进一步表明,花青素可提高肉牛瘤胃总挥发性脂肪酸(TVFA)浓度,增加瘤胃微生物群落中瘤胃杆菌和厌氧弧菌的相对丰度,并在属水平上提升口腔杆菌属(Oribacterium)与单球囊菌属(Monoglobus)的相对丰度。综上所述,花青素在改善瘤胃发酵功能与调节瘤胃微生物群落结构方面表现出良好潜力。
玉米籽粒通常作为反刍动物的精料使用,其富含淀粉(占干物质的65%~70%)。这些淀粉经瘤胃微生物发酵后生成VFA,可满足反刍动物70%~75%的代谢能需求[5]。红玉米由普通玉米选育而来,除含有较高水平的常规营养成分[6]外,还富含花青素,有助于增强机体的抗氧化能力[7-8]。紫玉米原产于南美洲,因其含有丰富的膳食纤维、维生素与花青素而受到关注[9]。目前,我国已培育出多个优质紫玉米种质资源,如辽宁鞍山的“靠山1号”、安徽淮北的“紫玫瑰一号”及河北涿州的“琢紫1号”等,这些品种各具特色、性状优良[10]。由此可见,红玉米和紫玉米不仅富含粗蛋白质、粗脂肪、胡萝卜素和矿物质,还含有较高水平的花青素,具有重要的研究价值[11]。此外,有色玉米籽粒中花青素含量变幅较大,一般为27~1 439 mg/kg[12],其中紫玉米的花青素含量为26.5~1 439 mg/kg,红玉米则为2.5~696 mg/kg[13]。因此,将红玉米和紫玉米作为精饲料,既可满足反刍动物的基础营养需要,又能凭借其花青素成分发挥改善瘤胃发酵的潜在作用。然而,目前关于红玉米与紫玉米对反刍动物瘤胃发酵影响的研究仍较为缺乏。为此,本研究采用体外产气法,系统评价红玉米和紫玉米对肉羊瘤胃产气特性、发酵参数及微生物区系的影响,以期为这2种有色玉米在反刍动物生产中的合理利用提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 试验材料

白玉米、红玉米和紫玉米均购自河南省新乡市,3种玉米的产地均为河南省新乡市平原示范区。将3种颜色的玉米样品在真空冷冻干燥器(LYOQUEST-85 PLUS,Telstar,西班牙)中进行72 h的冷冻干燥(-80 ℃)后,采用高速粉碎机(QE-200,浙江屹立工贸有限公司)粉碎,并过1 mm筛制得风干样,存于4 ℃冰箱备用。

1.2 玉米常规营养成分和总花青素含量测定

分别采用直接干燥法(GB/T 6435—2014)和凯氏定氮法(GB/T 6432—2018)检测玉米的干物质(DM)和粗蛋白质(CP)含量,玉米的粗灰分(Ash)、中性洗涤纤维(NDF)、酸性洗涤纤维(ADF)含量分别按照GB/T 6438—2007、GB/T20806—2022和NY/T 1459—2022)检测,并计算半纤维素(HC)含量(HC=NDF-ADF)。参照文献[13]所述检测方法测定3种玉米的总花青素含量,具体操作如下:准确称取1 g玉米样品,加入15 mL提取液(95%乙醇∶1.5 mol/L盐酸=85∶15),4 ℃水浴超声提取0.5 h,随后转入离心机中,在4℃下以10 000×g离心5 min,将上清液转入0.22 μm滤膜,利用高效液相色谱串联质谱(HPLC-MS/MS)仪测定总花青素含量。

1.3 体外发酵试验

选用6只体重相近[(45.21±0.72) kg]且健康的黔北麻羊母羊作为瘤胃液供体,于晨饲前用瘤胃液采集管(AP-9950,天津奥特塞恩斯仪器有限公司)经口腔采集新鲜瘤胃液。为避免唾液污染,每只山羊丢弃前100 mL瘤胃液,随后收集200 mL瘤胃液,用4层纱布过滤后,分别转入39 ℃保温瓶中,立即封口,迅速带回实验室。将6只羊的瘤胃液按等比例加入到39 ℃水浴锅预热的大烧杯中,混合均匀作为试验用瘤胃液。将人工唾液与瘤胃液按2∶1混合,并持续通入CO2,作为体外发酵培养液。人工唾液根据Menke等[14]方法制备。
采用完全随机试验设计,分别以白玉米[对照组(CON组)]、红玉米(D1组)和紫玉米(D2组)作为底物进行体外发酵。准确称取200 mg玉米样品,转入100 mL干燥的玻璃发酵管(常州明月医疗设备有限公司),并涂抹凡士林以保证其气密性;在发酵管中加入30 mL体外发酵培养液,排尽空气后,于39 ℃水浴锅中发酵。

1.4 样品采集与指标测定

1.4.1 产气特性和体外发酵参数

在体外产气过程中读取并计算2、4、6、8、10、12、16、20、24、36、48 h的累积产气量(GP),每组6个发酵管。于发酵6、12、24 h结束后,将发酵管(每组每个时间点6个发酵管)从水浴锅中取出,立即转入冰水中停止发酵,利用便携式pH计测定pH;随后,将每个发酵管中的发酵液分装于2个2 mL离心管中,其中6个按发酵液体积的10%添加25%的偏磷酸溶液,混匀后于-20 ℃冷冻保存,用于测定氨态氮(NH3-N)、微生物蛋白(MCP)和VFA浓度;另外6个直接装入5 mL离心管中,于-80 ℃保存,用于微生物测序。
根据Ørskov等[15]的计算公式计算体外发酵产气动力学参数:
y=a+b×(1-e-ct)
式中:y为t h时的累积产气量(mL);a表示快速降解部分产气量(mL);b表示慢速降解部分产气量(mL);c为速率常数(h-1);t为发酵时间(h);a+b表示潜在产气量(mL)。
发酵液中NH3-N浓度根据冯宗慈等[16]介绍的比色法进行测定,MCP浓度使用南京建设生物工程研究所生产的蛋白定量测定试剂盒(A045-2)按照说明书进行测定。使用气相色谱仪测定发酵液中各VFA浓度,并计算乙丙比和TVFA浓度。

1.4.2 营养物质降解率和代谢能(ME)

参照吴万成等[17]试验中的方法测定体外发酵营养物质降解率,每组设6个重复,具体操作如下:准确称取500 mg玉米样品放入已恒重且编号的尼龙袋(孔径为18~25 μm,大小为53 mm×53 mm;四川众想未来科技有限公司),并立即用封口机(F-300,许昌市绿蜻蜓电器有限公司)对尼龙袋进行封口。将尼龙袋放入玻璃注射器中,每个玻璃注射器中加入30 mL体外发酵液,通入CO2 30 s,全过程置于39 ℃水浴锅进行。发酵到24 h后,取出注射器转移到冰水中结束发酵,随后将尼龙袋放入清水中轻揉漂洗干净,不同处理的尼龙袋漂洗次数一致,待滴出大部分水后移到65 ℃烘箱中烘至恒重,测定DM、CP、NDF和ADF含量后,计算干物质降解率(DMD)、粗蛋白质降解率(CPD)、中性洗涤纤维降解率(NDFD)和酸性洗涤纤维降解率(ADFD)。营养物质降解率计算公式为:
Z(%)=100×(P1-P2)/P1。
式中:Z代表营养物质降解率;P1代表降解前玉米中该营养物质的量;P2代表体外发酵降解后的残渣中该营养物质的量。
此外,参考文献[18]中的公式计算有机物降解率(OMD)和ME:
OMD(%)=0.986×GP+0.060 6×CP+11.03;
ME(MJ/kg)=-0.20+0.1410×OMD。
式中:GP代表产气量;CP代表玉米样品自身的CP含量。

1.4.3 微生物测序

1.4.3.1 DNA提取和PCR扩增

按照试剂盒说明书提取并纯化体外发酵24 h发酵液中微生物群落总DNA,经2%琼脂糖凝胶电泳检测质量合格后,选用引物338F(5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3')和806R(5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3')对细菌16S rRNA基因的V3~V4区进行PCR扩增。
使用E.Z.N.A.® Soil DNA Kit(美国Omega公司),按照说明书提取并纯化发酵液中微生物群落总DNA,经2%琼脂糖凝胶电泳检测质量合格后,选用上游引物338F(5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3')和下游引物806R(5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3')对细菌16S rRNA基因的V3~V4区进行PCR扩增。反应体系为20 μL:4 μL的5×FastPfu缓冲液、2 μL的2.5 mmol/L dNTPs、0.8 μL的5 μmol/L上游引物、0.8 μL的5 μmol/L下游引物、0.4 μL的FastPfu聚合酶、0.2 μL的牛血清白蛋白(BSA)和10 ng的模板DNA,补ddH2O至20 μL。PCR扩增程序设定为:95 ℃预变性3 min;随后进行30个循环,每个循环包括95 ℃变性30 s、55 ℃退火30 s和72 ℃延伸45 s;30个循环结束后于72 ℃延伸10 min。

1.4.3.2 PCR产物测序

PCR扩增产物经2%琼脂糖凝胶电泳分离后,切取目标条带,使用Axyprep DNA凝胶提取试剂盒(Axygen Biosciences,美国)进行纯化回收。回收后的扩增子采用Qubit 4.0荧光定量系统(Thermo Fisher Scientific,美国)进行定量检测。纯化的PCR产物利用NEXTFLEX Rapid DNA-Seq Kit建库,最终在Illumina NextSeq 2000测序平台(上海美吉生物医药科技有限公司)上进行测序。

1.5 数据统计分析

试验数据采用Excel 2021软件进行整理,然后采用SAS 9.4软件对进行分析。对产气量数据进行双因素方差分析,以分析“玉米”与“发酵时间”的主效应及其交互作用的影响。若交互作用显著,则进一步使用Tukey法进行组间多重比较;若交互作用不显著,则主要报告主效应结果。对其他瘤胃发酵参数进行单因素方差分析,并采用Duncan氏法进行组间多重比较。结果数据采用平均值与均值标准误(SEM)表示,P<0.05为差异显著水平。使用Spearman相关性分析评估瘤胃液微生物和瘤胃发酵参数之间的相关性。瘤胃微生物测序数据的生物学信息使用美吉生物平台分析。

2 结果与分析

2.1 不同颜色玉米的常规营养成分和总花青素含量

如表1所示,CON组的DM含量显著高于D1和D2组(P<0.05),D1和D2组的NDF、ADF和HC含量显著高于CON组(P<0.05),CON和D2组的Ash含量显著高于D1组(P<0.05),3种颜色玉米的CP含量无显著差异(P>0.05);CON组的总花青素含量显著低于D1和D2组(P<0.05),且D1组的总花青素含量显著高于D2组(P<0.05)。
表1 不同颜色玉米的常规营养成分和总花青素含量

Table 1 Conventional nutrients and anthocyanin content of different colored corns

项目
Items		 组别 Groups 均值标准误
SEM		 P值
P-value
CON D1 D2
干物质 DM/% 90.03a 85.37c 87.73b 0.129 <0.000 1
粗蛋白质 CP/% DM 8.17 7.83 8.17 0.123 0.504 3
中性洗涤纤维 NDF/% DM 7.22c 9.00a 8.55b 0.132 0.000 2
酸性洗涤纤维 ADF/% DM 2.13c 3.36a 2.83b 0.108 0.000 6
半纤维素 HC/% DM 5.09b 5.64a 5.72a 0.075 <0.000 1
粗灰分 Ash/% DM 1.43a 1.23b 1.37a 0.017 0.000 4
总花青素 Total anthocyanins/(μg/g DM) 61.91c 575.66a 527.34b 9.144 <0.000 1

同行数据肩标无字母或相同字母表示差异不显著(P>0.05),不同字母表示差异显著(P<0.05)。下表同。

In the same row, values with no letter or the same letter superscripts mean no significant difference (P>0.05), while with different letter superscripts mean significant difference (P<0.05). The same as below.

2.2 不同颜色玉米对体外发酵产气量的影响

由表2可知,不同颜色玉米在48 h内的累积产气量无显著差异(P>0.05),且产气量随发酵时间的推移表现出显著的动态变化(P<0.05)。
表2 不同颜色玉米对体外发酵48 h累积产气量的影响

Table 2 Effects of different colored corns on cumulative gas production of in vitro fermentation at 48 h

组别
Groups		 时间 Time/h SEM P值 P-value
2 4 6 8 10 12 16 20 24 36 48 C T C×T
CON 3.30 11.20 20.40 25.13 35.73 42.53 46.93 48.13 52.33 53.13 55.53 5.474 0.127 0 0.040 0 0.583 0
D1 3.50 11.60 19.00 27.93 38.53 46.53 50.13 55.33 56.93 57.13 57.13 5.998
D2 3.10 11.20 17.60 29.93 35.93 47.13 53.73 57.73 58.33 59.13 60.73 6.391
SEM 0.115 0.133 0.808 1.392 0.902 1.444 1.964 2.885 1.813 1.764 1.538

C:玉米 corn;T:发酵时间 fermentation time;C×T:玉米×发酵时间 corn×fermentation time。

2.3 不同颜色玉米对体外发酵产气动力学参数的影响

由表3可知,D1和D2组的慢速降解部分产气量(b)显著高于CON组(P<0.05),D2组的快速降解部分产气量(a)、潜在产气量(a+b)显著高于其他2组(P<0.05);此外,3种颜色玉米的速率常数(c)无显著差异(P>0.05)。
表3 不同颜色玉米对体外发酵产气动力学参数的影响

Table 3 Effects of different colored corns on gas production kinetic parameters of in vitro fermentation

项目
Items		 组别Groups 均值标准误
SEM		 P值
P-value
CON D1 D2
快速降解部分产气量 a/mL 3.40c 5.32b 8.19a 0.273 <0.000 1
慢速降解部分产气量 b/mL 59.49b 63.84a 71.81a 2.005 <0.000 1
潜在产气量 a+b/mL 62.99c 68.93b 79.53a 1.552 <0.000 1
速率常数 c/h-1 0.07 0.09 0.08 0.007 0.234 1

2.4 不同颜色玉米对体外发酵参数的影响

2.4.1 不同颜色玉米对pH和NH3-N浓度的影响

由表4可知,D1和D2组在6、12、24 h的pH和12、24 h的NH3-N浓度显著高于CON组(P<0.05),CON和D1组在6 h的NH3-N浓度显著高于D2组(P<0.05)。
表4 不同颜色玉米对pH和NH3-N浓度的影响

Table 4 Effects of different colored corns on pH and NH3-N concentration

项目
Items		 组别 Groups 均值标准误
SEM		 P值
P-value
CON D1 D2
pH
6 h 6.61b 6.76a 6.73a 0.013 <0.000 1
12 h 6.45c 6.54b 6.57a 0.008 <0.000 1
24 h 6.49c 6.53b 6.55a 0.004 <0.000 1
氨态氮 NH3-N/(mg/dL)
6 h 10.14a 9.70a 7.90b 0.154 <0.000 1
12 h 5.42b 7.54a 7.54a 0.384 0.001 6
24 h 8.02b 10.63a 9.60a 0.363 0.000 5

2.4.2 不同颜色玉米对MCP和VFA浓度的影响

由表5可知,体外发酵24 h时,D1和D2组丙酸和TVFA浓度高于CON组(P<0.05),D2组丁酸浓度显著高于其他2组(P<0.05),3组间MCP和乙酸浓度以及乙丙比无显著差异(P>0.05)。
表5 不同颜色玉米对24 h MCP和VFA浓度的影响

Table 5 Effects of different colored corns on MCP and VFA concentrations at 24 h

项目
Items		 组别Groups 均值标准误
SEM		 P值
P-value
CON D1 D2
微生物蛋白 MCP/(mg/mL) 5.54 5.62 5.62 0.038 0.093 2
乙酸 Acetic acid/(mmol/L) 25.86 29.31 30.20 1.384 0.143 2
丙酸 Propionic acid/(mmol/L) 8.02b 10.40a 10.03a 0.495 0.029 5
丁酸 Butyic acid/(mmol/L) 3.01b 3.33b 3.96a 0.162 0.016 5
总挥发性脂肪酸 TVFA/(mmol/L) 36.90b 43.04a 44.18a 1.300 0.015 3
乙丙比 A/P ratio 3.23 2.82 3.08 0.242 0.610 2

2.5 不同颜色玉米对体外发酵营养物质降解率和ME的影响

由表6可知,D1和D2组的NDFD显著高于CON组(P<0.05),D1组ADFD显著高于CON组(P<0.05),3组间DMD、CPD、OMD、ME无显著差异(P>0.05)。
表6 不同颜色玉米对体外发酵营养物质降解率和ME的影响

Table 6 Effects of different colored corns on nutrient degradation rates and ME of in vitro fermentation

项目
Items		 组别 Groups 均值标准误
SEM		 P值
P-value
CON D1 D2
干物质降解率 DMD/% 80.16 81.17 80.24 1.930 0.877 0
粗蛋白质降解率 CPD/% 78.55 74.90 72.23 5.123 0.789 3
中性洗涤纤维降解率 NDFD/% 79.62b 84.67a 84.60a 0.213 <0.000 1
酸性洗涤纤维降解率 ADFD/% 74.22b 80.28a 77.70ab 1.166 0.028 8
有机物降解率 OMD/% 69.70 70.69 77.26 4.021 0.408 1
代谢能 ME/(MJ/kg) 9.63 9.77 10.69 0.567 0.408 1

2.6 不同颜色玉米对体外发酵瘤胃微生物区系的影响

2.6.1 Alpha多样性分析

如图1所示,D1组Sob指数显著高于其他2组(P<0.05),而各组间Chao、Ace、Coverage、Shannon和Simpson指数差异不显著(P>0.05)。
图1 不同颜色玉米对瘤胃微生物Alpha多样性指数的影响

W表示白玉米(CON组),R表示红玉米(D1组),P表示紫玉米(D2组)。数据柱标注不同字母表示差异显著(P<0.05),相同字母或无字母表示差异不显著(P>0.05)。下图同。

Fig.1 Effects of different colored corns on Alpha diversity indices of rumen microbiota

W represents white corn (CON group), R represents red corn (D1 group), and P represents purple corn (D2 group). Data columns with different letters mean significant difference (P<0.05), while with the same letter or no letter mean significant difference (P>0.05). The same as below.

2.6.2 门水平上微生物组成

如图2所示,在门水平上相对丰度排名前5的依次为厚壁菌门(Firmicutes)、拟杆菌门(Bacteroidota)、变形菌门(Proteobacteria)、螺旋体门(Spirochaetota)和放线菌门(Actinobacteriota),其中相对丰度较高的优势菌门为Firmicutes和Bacteroidota。
图2 门水平上微生物组成分析

Fig.2 Composition analysis of microbiota at phylum level

如图3所示,在门水平上,D1和D2组的Spirochaetota、脱硫菌门(Desulfobacterota)和纤维杆菌门(Fibrobacterata)相对丰度显著高于CON组(P<0.05);D2组的Proteobacteria相对丰度显著低于其他2组(P<0.05);D1组的Bacteroidota相对丰度显著高于其他2组(P<0.05),Firmicutes相对丰度显著低于其他2组(P<0.05)。
图3 不同颜色玉米对部分菌门相对丰度的影响

Fig.3 Effects of different colored corn on relative abundances of selected bacterial phyla

2.6.3 属水平上微生物组成

如图4所示,在属水平上的优势菌属为FD2005、瘤胃真杆菌群(Eubacterium_ruminantium_group)、norank_o_RF39、链球菌属(Streptococcus)和普雷沃氏菌属(Prevotella)。
图4 属水平上微生物组成分析

Fig.4 Composition analysis of microbiota at genus level

如图5所示,在属水平上,D1组Eubacterium_ruminantium_group、普雷沃氏菌科Ga6A1群(Prevotellaceae_Ga6A1_group)和norank_o_RF39的相对丰度显著高于其他2组(P<0.05);D2组假丁酸弧菌属(Pseudobutyrivibrio)、丁酸弧菌属(Butyrivibrio)和厌氧弧菌属(Anaerovibrio)的相对丰度显著高于其他2组(P<0.05);D1和D2组理研菌科RC9肠道群(Rikenellaceae_RC9_gut_group)和解琥珀酸菌属(Succiniclasticum)的相对丰度显著高于CON组(P<0.05),而梭状芽孢杆菌属_1(Clostridium_sensu_stricto_1)的相对丰度显著低于CON组(P<0.05)。
图5 不同颜色玉米对部分菌属相对丰度的影响

Fig.5 Effects of different colored corns on relative abundances of selected bacterial genera

2.7 体外瘤胃发酵条件下瘤胃菌群相对丰度与瘤胃发酵参数的相关性分析

如图6所示,TVFA、丙酸和乙酸浓度与Proteobacteria相对丰度呈显著负相关(P<0.05),而TVFA和乙酸浓度与Desulfobacterota相对丰度呈显著正相关(P<0.05);丁酸浓度和24 h的pH与Spirochaetota和Desulfobacterota相对丰度呈显著正相关(P<0.05);24 h的NH3-N浓度与Desulfobacterota、Spirochaetota和Bacteroidota相对丰度呈显著正相关(P<0.05),与Firmicutes相对丰度呈显著负相关(P<0.05)。
图6 瘤胃菌门相对丰度与瘤胃发酵参数的相关性

Fig 6 Correlation between of rumen bacterial phyla relative abundances and rumen fermentation parameters

*:P<0.05;**:P<0.01;***:P<0.001。图7同 the same as Fig.7。

如图7所示,丙酸浓度与Pseudobutyrivibrio、Butyrivibrio、Anaerovibrio和毛螺菌科未分类菌(unclassified_f_Lachnospiraceae)相对丰度呈显著正相关(P<0.05),与普雷沃氏菌科YAB2003群(Prevotellaceae_YAB2003_group)相对丰度呈显著负相关(P<0.05);TVFA浓度与Anaerovibrio、unclassified_f_Lachnospiraceae、Succiniclasticum和Rikenellaceae_RC9_gut_group相对丰度呈显著正相关(P<0.05);乙酸浓度与Rikenellaceae_RC9_gut_group、Succiniclasticum和unclassified_f_Lachnospiraceae相对丰度呈显著正相关(P<0.05);丁酸浓度与Anaerovibrio、Succiniclasticum、Prevotellaceae_Ga6A1_group、Rikenellaceae_RC9_gut_group和unclassified_f_Lachnospiraceae相对丰度呈显著正相关(P<0.05);24 h的NH3-N浓度与norank_o_RF39、Eubacterium_ruminantium_group、Prevotellaceae_Ga6A1_group、Succiniclasticum、Rikenellaceae_RC9_gut_group、Prevotella和unclassified_f_Lachnospiraceae相对丰度呈显著正相关(P<0.05);24 h的pH与norank_o_RF39、Prevotellaceae_Ga6A1_group、Succiniclasticum、Rikenellaceae_RC9_gut_group和unclassified_f_Lachnospiraceae相对丰度呈显著正相关(P<0.05)。
图7 瘤胃菌属相对丰度与瘤胃发酵参数的相关性

Fig.7 Correlation between of rumen bacterial genera relative abundances and rumen fermentation parameters

3 讨论

黄玉米是饲料工业中的常用原料,富含类胡萝卜素,具有抗氧化与抗炎等生理功能[19]。因此,本试验选用缺乏花青素与类胡萝卜素的白玉米作为对照,以排除此类呈色物质的潜在干扰,旨在评估富含花青素的红玉米与紫玉米对反刍动物瘤胃发酵的影响。

3.1 不同颜色玉米的常规营养成分与总花青素含量

常规营养成分含量是评价饲料营养品质的关键指标,能够反映饲料被动物消化利用的基本潜力。本试验中,白玉米的DM含量显著高于红玉米和紫玉米,这可能是因为有色玉米在合成花青素过程中需激活苯丙烷代谢途径,该过程会消耗能量(如ATP和NADPH)及淀粉合成的关键前体物质(如丙二酰辅酶A)[20],从而限制了DM的积累。此外,该代谢途径的上调在促进花青素合成的同时,可能也协同增强了木质素等细胞壁成分的生物合成[21],进而导致红玉米与紫玉米的纤维组分NDF、ADF和HC的含量显著高于白玉米。本试验所用的3种颜色玉米产地一致,在排除产地环境的影响后,白玉米与紫玉米的Ash含量显著高于红玉米,这一差异可能主要来源于玉米品种及其遗传组成的区别[22]。
植物颜色常因品种与环境的不同而呈现显著差异,其中花青素含量是决定颜色的主要因素[23]。Nurtiana[24]研究指出,植物颜色与花青素含量密切相关,其检测结果显示红色植物中花青素含量最高,紫色次之,蓝色最低。玉米籽粒颜色及其花青素积累受特定等位基因组合调控:若控制类黄酮(包括花青素)合成途径上游调控或关键酶步骤的基因发生隐性突变,则可能导致组织无色[21]。本研究发现有色玉米(红玉米和紫玉米)的总花青素含量显著高于白玉米,推测是由于红玉米和紫玉米携带相应的功能性显性等位基因,从而能够在果皮或糊粉层等组织中积累花青素,并呈现出相应的特征颜色。

3.2 不同颜色玉米对体外发酵产气特性的影响

体外发酵产气量能在一定程度上反映可发酵有机物含量和瘤胃微生物活力[25]。瘤胃微生物可通过发酵纤维素等底物生成挥发性脂肪酸(VFA),因此,总产气量越大反映饲料可发酵营养成分越丰富[26]。本试验中,随发酵时间延长,3种颜色的玉米体外发酵产气量均随之升高,产气量在发酵前期的增长速度相对较快,在24 h后逐渐放缓。这可能是因为,在体外发酵开始阶段,瘤胃微生物利用的氮由充足的底物供给,可满足微生物的能量需求,且微生物利用非蛋白氮转换成MCP的能力随发酵时间增加而加强,即加速了对底物的降解利用,从而提高了产气量;在发酵后期,大部分底物已被降解,所剩的底物可利用部分较少,可能降低了瘤胃菌群的增殖和活性,从而放缓了产气量的提升。
体外发酵产气动力学参数的a反映了瘤胃微生物对底物的最大利用能力,b反映了微生物对底物中较难发酵纤维素和半纤维素的降解能力,a+b反映了微生物对底物的发酵性和反刍动物对底物的消化能力。本试验中,红玉米与紫玉米的产气动力学参数a、a+b均显著高于白玉米,其可能原因是:一方面,红玉米和紫玉米中NDF、ADF含量相对较高,为瘤胃微生物提供了更充分的发酵底物[27];另一方面,红玉米和紫玉米中富含的花青素具有较强的抗氧化活性,有助于维持瘤胃氧化还原稳态,进而促进微生物生长、优化菌群结构并提升发酵效率,最终表现为产气量的增加[28]。

3.3 不同颜色玉米对体外发酵参数的影响

pH可影响瘤胃微生物的生长、演替和稳定性,进而影响微生物群落结构的变化[29]。在正常的瘤胃发酵过程中,pH维持在5.5~7.5[30]。本试验中,3种颜色玉米体外发酵液的pH都处于正常范围内(6.49~6.76),表明3种颜色玉米对肉羊瘤胃液pH无副作用影响。然而,红玉米与紫玉米可显著提升体外发酵液的pH,可能是因为它们丰富的花青素减少了乳酸的生成,从而提高了pH[31]。这与郝小燕等[32]的研究结果一致,该研究表明饲粮适量添加葡萄籽原花青素提高了羔羊瘤胃液pH。
NH3-N是瘤胃内蛋白质、氨基酸、氨化物和其他非蛋白氮化合物分解后的终产物,同时又是合成MCP的主要原料[33]。瘤胃中NH3-N浓度的波动反映了饲粮氮的降解和瘤胃微生物对NH3-N的利用[34]。瘤胃中NH3-N浓度过高易造成氨中毒,过低会限制瘤胃中MCP的合成[35],导致饲料利用效率降低,反刍动物瘤胃内适宜的NH3-N浓度在5~30 mg/dL[36]。本试验发现,3种颜色玉米体外发酵液中NH3-N浓度都稳定保持在正常范围,说明红玉米和紫玉米不会对瘤胃的稳态环境有负面影响。此外,红玉米与紫玉米体外发酵液中NH3-N浓度显著高于白玉米,其原因可能是花青素促进了瘤胃MCP生成氨的活性,从而使得NH3-N浓度提高[26]。
VFA是反刍动物瘤胃发酵产生的重要终产物,可为宿主提供约70%的能量需求[37]。其中,丙酸可通过肝脏糖异生途径转化为葡萄糖,是反刍动物重要的能量来源[38]。本试验结果显示,红玉米和紫玉米体外发酵液中TVFA浓度显著高于白玉米。这可能与其所含的花青素有关:花青素在瘤胃中经糖苷水解及杂环裂解等途径代谢[39],能够促进瘤胃球菌属等纤维降解菌的增殖,从而提高纤维物质的降解效率,最终增加VFA的生成量[40]。

3.4 不同颜色玉米对体外发酵营养物质降解率的影响

正常情况下,体外发酵底物被瘤胃微生物降解的程度可直接反映营养物质在瘤胃中的转化与利用效率,降解率越高,通常表明该营养物质被反刍动物消化利用的效率也越高[41]。NDF主要包括纤维素、HC和木质素,其中HC是瘤胃中主要被降解的组分,而木质素难以被瘤胃微生物利用[42]。本试验结果显示,红玉米与紫玉米的NDFD显著高于白玉米。这一差异可能归因于以下2个方面:一方面,红玉米与紫玉米能够提高瘤胃液pH,有助于维持瘤胃内环境稳定,避免酸中毒,从而保证微生物菌群的活性与功能[43];另一方面,花青素中的羟基作为其在瘤胃中代谢的关键官能团,其代谢中间产物可选择性促进瘤胃球菌属等纤维降解菌的增殖,进而提升纤维物质的分解效率[40]。然而,具体的作用机制及其影响因素仍有待进一步研究明确。

3.5 不同颜色玉米对体外发酵瘤胃微生物组成的影响

瘤胃微生物构成一个复杂的生态系统,其组成与活性易受饲粮结构的影响,因此可通过调整饲粮策略实现对菌群结构的调控[44]。Firmicutes和Bacteroidota是反刍动物瘤胃的优势门菌[45-46],本研究结果与此一致。Firmicutes与Bacteroidota能分泌纤维素酶和半纤维素酶,在纤维素降解与VFA生成中起关键作用,有助于提升反刍动物对饲料的消化效率[47]。多酚类物质作为天然抗氧化剂,能够通过调控微生物群落结构来改善动物机体健康[48]。例如,De Nardi等[49]研究表明,多酚可提高肉牛瘤胃微生物群落的丰富度与多样性。本研究发现,红玉米能够提高Bacteroidota的相对丰度,同时降低Firmicutes的相对丰度,该结果与Sutoyo等[50]的研究结果一致,即饲料中酚类化合物的摄入量与Firmicutes比例降低、Bacteroidota比例增加存在相关性。
Prevotellaceae_Ga6A1_group、norank_o_RF39属于Bacteroidota,Pseudobutyrivibrio、Butyrivibrio属于Firmicutes。本试验中,红玉米的Eubacterium_ruminantium_group、norank_o_RF39和Prevotellaceae_Ga6A1_group相对丰度显著高于白玉米和紫玉米。这可能是因为红玉米中丰富的5-甲基花青素-3-葡萄糖苷具有显著的抗氧化能力,能够清除自由基,降低氧化应激水平,保护细胞免受损伤[51]。研究表明,高类黄酮玉米品种可改善动物肠道的微生物多样性和组成,降低坏死性肠炎引起的死亡率和肠道病变[52]。本试验中,紫玉米的Pseudobutyrivibrio、Butyrivibrio和Anaerovibrio相对丰度显著高于白玉米和红玉米,可能是因为紫玉米中富含芍药素和天竺葵素,一方面,天竺葵素的C3位点是清除自由基的活性位点,可直接中和活性氧,减少肠道氧化应激对菌群的损伤[53];另一方面,这类花青素能够减少白细胞介素-6(IL-6)、白细胞介素-1β(IL-1β)和肿瘤坏死因子-α(TNF-α)等促炎细胞因子的产生,同时增加抗炎细胞因子白细胞介素-10(IL-10)的产生[54],从而缓解炎症反应,有助于维持瘤胃内环境的稳定。

3.6 体外瘤胃发酵条件下瘤胃菌群相对丰度与瘤胃发酵参数的相关性分析

瘤胃微生物可将纤维素降解为VFA和酮酸,并将含氮有机物转换为NH3-N,进一步合成MCP以供机体利用[55]。饲粮CP的含量会影响瘤胃液中NH3-N的浓度[56]。花青素可通过促进纤维素分解菌的增殖提高瘤胃内纤维素降解酶活性,提高MCP合成量,进而影响NH3-N浓度[57]。本试验中,NH3-N浓度与Bacteroidota和Spirochaetota相对丰度呈显著正相关,这可能与红玉米提高了NH3-N浓度有关。研究发现,花青素可调节氢离子供应,减少产甲烷菌辅酶的活性,从而抑制甲烷生成,维持瘤胃液中的电解质平衡[58]。本试验中,Proteobacteria相对丰度与乙酸、丙酸浓度呈显著负相关,与张丹志等[59]的研究结果一致,这也可能是白玉米体外发酵液中丙酸浓度显著低于红玉米和紫玉米的原因。Rikenellaceae_RC9_gut_group是瘤胃菌群中的重要功能菌,主要通过发酵膳食纤维产生VFA,与宿主代谢和免疫调节密切相关,瘤胃中Rikenellaceae_RC9_gut_group的活性与饲粮的纤维素含量有关[60]。本研究中,TVFA浓度与Rikenellaceae_RC9_gut_group相对丰度呈显著正相关,与Wei等[61]研究结果一致。

4 结论

综上所述,在体外发酵条件下,与白玉米相比,红玉米与紫玉米可改善黔北麻羊母羊的瘤胃产气动力学参数、发酵参数、营养物质降解率及瘤胃微生物区系。

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