Chinese Journal of Animal Nutrition >

2026 , Vol. 38 >Issue 4: 3066 - 3076

DOI: https://doi.org/10.12418/CJAN2026.246

RESEARCH PAPER

A Weissella cibaria Strain from Geese: Screening and Its Probiotic Properties

  • LIAO Fei , 1 ,
  • HE Jie 1 ,
  • CHEN Fu 1 ,
  • XUE Senwu 1 ,
  • QIAO Yanlong 1 ,
  • HU Yanchun , 2, *
Expand
  • 1 Guizhou Vocational College of Agriculture, Qingzhen 551400, China
  • 2 College of Veterinary Medicine, Sichuan Agricultural University, Chengdu 611130, China
*professor, E-mail:

Received date: 2025-09-24

  Online published: 2026-04-14

Fold

Abstract

This study aimed to screen lactic acid bacteria with strong acid-producing capacity and favorable probiotic properties from the feces of healthy geese, laying a foundation for their future application in intestinal health management of geese. Initially, lactic acid bacteria were isolated and purified from healthy goose feces using MRS solid medium supplemented with calcium carbonate (CaCO3). Strains exhibiting strong acid-producing capacity were selected and subjected to molecular biological identification to determine their species. Subsequently, their growth characteristics, tolerance to acid and bile salts, antibiotic susceptibility, antimicrobial activity, antioxidant activity, and safety were further evaluated. Finally, the effects of the selected strain on the growth performance and diarrhea rate of goslings were assessed. The results showed that a high acid-producing lactic acid bacteria strain F11 was successfully isolated from healthy goose feces. Based on 16S rDNA sequence analysis, it was identified as Weissella cibaria. In terms of growth characteristics, strain F11 was in the logarithmic growth phase during 2 to 8 h of cultivation. Regarding tolerance, it was able to grow under conditions of pH 3.0 and 0.3% bile salt concentration, demonstrating good gastrointestinal environmental tolerance. The strain exhibited inhibitory activity against Staphylococcus aureus, Salmonella typhimurium, Pseudomonas aeruginosa, and Escherichia coli, and its fermentation supernatant also showed certain antioxidant activity. Antibiotic susceptibility testing indicated that strain F11 was sensitive to florfenicol, doxycycline, clindamycin, chloramphenicol, cephalexin, gentamicin, ceftriaxone, tetracycline and minocycline, and not sensitive to vancomycin, norfloxacin, piperacillin, kanamycin, oxacillin, streptomycin and cefazolin. Furthermore, the strain showed no hemolytic activity. The animal trial results showed that strain F11 could improve the growth performance and reduce the diarrhea rate of goslings. In summary, Weissella cibaria F11, isolated from healthy goose feces in this study, demonstrates favorable probiotic properties. The strain possesses stable acid-producing capability, strong tolerance to gastrointestinal conditions, inhibitory effects against common pathogenic bacteria, and an antibiotic resistance profile that meets probiotic safety standards. Furthermore, it effectively enhances the growth performance and lowers the diarrhea rate in goslings. Therefore, Weissella cibaria F11 exhibits promising potential for development as an intestinal probiotic for geese.

Key words： geese; lactic acid bacteria; Weissella cibaria; isolation; probiotic properties

Cite this article

LIAO Fei , HE Jie , CHEN Fu , XUE Senwu , QIAO Yanlong , HU Yanchun . A Weissella cibaria Strain from Geese: Screening and Its Probiotic Properties[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2026 , 38(4) : 3066 -3076 . DOI: 10.12418/CJAN2026.246

平坝灰鹅是贵州省的一种地方特色优良品种,主要分布于贵州省安顺市平坝区。该品种于2006年通过国家无公害禽产品认证,2009年入选国家畜禽遗传资源名录[1],并于2016年入选农业农村部农产品地理标志性产品[2]。平坝灰鹅遗传性能稳定、耐粗饲、觅食力强、生长较快、肉质细嫩且脂肪含量低,尤其适应山地放牧与草饲养殖模式,具有较高的开发价值和良好的市场前景,是贵州省发展生态畜牧业与特色农产品的重要资源[3]。目前平坝灰鹅产业仍以传统散养为主。据统计,2020年全区存栏量约2.2万羽,其中养殖规模超过200羽的农户仅20余户[4]。由于缺乏科学的养殖技术与管理经验,养殖设施相对简陋,疫病防控能力不足,导致鹅苗死亡率偏高,整体出栏率较低。
乳酸菌作为畜禽胃肠道微生物的重要组成,其相关研究持续受到广泛关注[5]。研究表明,部分乳酸菌能够高产纤维素酶,有助于分解饲料中的纤维素,从而提高畜禽对粗饲料的利用率[6]。此外,一些乳酸菌具备较宽的温度适应范围,能在不同环境条件下保持活性,这对于青贮发酵及畜禽肠道定植具有重要意义。乳酸菌还可通过产生细菌素等抗菌物质,抑制常见肠道致病菌生长,显示出良好的抗菌活性[7]。在众多乳酸菌属中,魏斯氏菌属(Weissella)作为动物胃肠道常见共生菌,因其在禽类肠道中分布广泛而受到重视[8]。其中,食窦魏斯氏菌(Weissella cibaria)已被证实具有优良的产酸能力、抗菌活性与安全性,部分菌株还能分泌胞外多糖,展现出成为优良益生菌候选菌株的巨大潜力[9-10]。
在实际生产中,乳酸菌已被广泛用于畜禽养殖中。作为饲料添加剂,乳酸菌可改善动物生长性能、增强机体免疫力并提高饲料转化率[11-12];在青贮过程中添加乳酸菌制剂,则能有效提升青贮饲料的品质并延长其保存期[13-14]。值得关注的是,从宿主动物体内分离的乳酸菌,可能比外源性菌株更适应其肠道环境,具备更强的定植能力、黏附性与功能活性[15]。然而,目前尚未见开发出针对平坝灰鹅的专用益生菌制剂。因此,本试验拟从平坝灰鹅粪便中筛选1株产酸能力强、益生特性优良的乳酸菌,为开发适用于平坝灰鹅的专用益生菌制剂提供菌种资源。

1 材料与方法

1.1 试验材料

猪胆盐购自北京索莱宝科技有限公司;MRS液体培养基(MRS肉汤)购自青岛海博生物技术有限公司;Ezup柱式细菌基因组DNA抽提试剂盒、SanPrep柱式DNA胶回收试剂盒由生工生物工程(上海)股份有限公司供应;Taq Plus DNA聚合酶、琼脂糖及4S Red Plus核酸染色剂(10 000×水溶液)购自生工生物工程(上海)股份有限公司;GeneRuler DNA Ladder Mix购自Thermo Scientific公司;药敏片购自杭州微生物试剂有限公司;金黄色葡萄球菌、鼠伤寒沙门氏菌、绿脓假单胞杆菌和大肠杆菌为本实验室保存菌种。

1.2 试验方法

1.2.1 样品处理

从健康平坝灰鹅直肠无菌采集(无菌棉签轻轻插入直肠2~3 cm)粪便样品约1 g,置于离心管中,加入无菌生理盐水9 mL,漩涡振荡5 min,使粪便与生理盐水混匀制备成粪便悬液后备用。

1.2.2 乳酸菌分离、纯化和形态学观察

取100 μL粪便悬液依次进行梯度稀释,制备10-4、10-5和10-6的稀释液,均匀涂布于含有1%碳酸钙(CaCO3)的MRS固体培养基(在MRS液体培养基中添加1.5%的琼脂制成MRS固体培养基)上,倒置放置于37 ℃培养箱内培养过夜。选取形态各异并具有透明圈的单个菌落,经纯化后保存。将纯化菌株划线接种于MRS固体培养基,观察菌落的形态、色泽、边缘特征并进行革兰氏染色[16-17]。从中选取1株在含有1% CaCO3的MRS固体培养基上生长快且菌落形态典型和透明圈较大的菌株(编号为F11),进行后续试验。

1.2.3 菌株F11的生化及分子生物学鉴定

参照《食品安全国家标准 食品微生物学检验 乳酸菌检验》(GB 4789.35—2016),采用七叶苷、纤维二糖、麦芽糖、甘露醇、水杨苷、山梨醇、蔗糖、棉子糖、菊糖、乳糖及1%马尿酸钠对菌株F11进行生化鉴定。将菌株F11接种于相应发酵管中,于37 ℃厌氧培养24~48 h,观察反应结果。
将菌株F11于MRS固体培养基中活化后,按照细菌基因组DNA提取试剂盒说明书提取基因组DNA。16S rDNA扩增所需引物(27F:5'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3';1492R:5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3')委托生工生物工程(上海)股份有限公司合成。以提取的基因组DNA为模板进行PCR扩增,根据引物熔解温度(Tm)值及目标片段长度优化退火温度与延伸时间。PCR产物经1.5%琼脂糖凝胶电泳检测后,对目的条带进行纯化并测序[18]。将所得序列在NCBI数据库中进行BLAST比对,确定菌株分类学地位,并获得相应序列登录号。

1.2.4 菌株F11的益生特性测定

1.2.4.1 生长特性和产酸能力测定

将活化后的菌株F11以1%的接种量转接至5 mL MRS液体培养基中,于37 ℃恒温培养。分别于培养0、2、4、6、8、12、16、24、36及48 h时取样,使用分光光度计测定培养液在600 nm波长下的吸光度(OD600)值及pH。以培养时间为横坐标,分别以OD600值和pH为纵坐标,绘制菌株F11的生长曲线和产酸曲线[19-20]。

1.2.4.2 耐酸和耐胆盐性能测定

将MRS液体培养基的pH分别调整为2.5、3.0、4.0和6.0;在MRS液体培养基中添加猪胆盐,其胆盐浓度分别为0、1、2、3和4 g/L。将菌株F11以1%的接种量接入不同pH和不同胆盐浓度的MRS液体培养基中,于37 ℃厌氧培养24 h后,使用分光光度计测定各培养液的OD600值。分别以pH和胆盐浓度为横坐标,OD600值为纵坐标,绘制菌株F11的耐酸曲线和耐胆盐曲线[21-22]。

1.2.4.3 抑菌活性测定

采用打孔扩散法[23]测定菌株F11的抑菌活性。将菌株F11接入MRS液体培养基中培养24 h,取2 mL菌液于11 120×g离心5 min,采用0.22 μm无菌滤膜对收集的上清液过滤除菌。为排除菌液发酵过程中产酸对试验结果的影响,采用1 mol/L氢氧化钠(NaOH)溶液将发酵液pH调节至约7.0,备用。以金黄色葡萄球菌、绿脓假单胞杆菌、大肠杆菌和鼠伤寒沙门氏菌为指示菌,经活化后均匀涂布于LB平板。待平板表面稍干后,使用打孔器打孔,每孔加入100 μL处理后的发酵液,置于适宜条件下培养过夜。采用游标卡尺测量抑菌圈直径,每个菌株设置3次重复。以不接菌的MRS液体培养基作为阴性对照加入孔中,同步进行试验。

1.2.4.4 抗氧化活性测定

收集菌株F11发酵12、24、48 h的上清液。吸取150 μL各时间段的发酵上清液,加入150 μL 1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(DPPH)工作液(1 mmoL/L),充分混匀,室温避光静置30 min后,在517 nm波长下测定吸光度值。以2 mg/mL的维生素C溶液作为阳性对照,LB液体培养基为空白对照。各时间段收集的样品和对照样品均重复测定3次,取平均值,计算菌株F11发酵上清液对DPPH自由基的清除率,计算公式如下:
DPPH自由基清除率(%)=[1-(a-b)/c]×100。
式中:a为待测发酵上清液+DPPH工作液的吸光度值;b为待测发酵上清液+LB液体培养基的吸光度值;c为LB液体培养基+DPPH工作液的吸光度值。

1.2.5 菌株F11的安全性评价

1.2.5.1 溶血试验

将菌株F11于哥伦比亚琼脂平板划线,置于厌氧环境培养24 h,观察菌落周边是否出现溶血环,并记录其溶血类型(α-溶血、β-溶血或γ-溶血)。以金黄色葡萄球菌作为阳性对照[24]。

1.2.5.2 药敏试验

将菌株F11均匀涂布于MRS固体培养基表面,分别贴附头孢氨苄、强力霉素、四环素、链霉素、左氧氟沙星、氟苯尼考、红霉素、环丙沙星及卡那霉素等抗生素纸片,37 ℃培养24 h后测定抑菌圈直径,依据抑菌圈直径大小评估菌株F11对各抗菌药物的敏感性。

1.2.6 菌株F11对雏鹅生长性能和腹泻率的影响

本试验涉及的动物管理和样品采集流程按照四川农业大学大学实验动物管理及伦理审查执行委员会制定的《动物福利和伦理规则》进行,并已获得批准(No.20250063)。
选取7日龄健康状况良好且体重[(120±25) g]相近的肉雏鹅60只,随机分为2组,每组设3个重复,每个重复10只,公母各占1/2。试验为期28 d,分为2个阶段:前期(1~14 d)和后期(15~28 d)。试验期间对照组和试验组均饲喂全价配合饲粮;此外,在试验前期,试验组于每日早上饲喂前,以灌胃的方式给予每只试验鹅500 μL新鲜制备的F11菌液(1×108 CFU/mL),以确保给药剂量的准确性和一致性。参照《鹅营养需要量》(NY/T 4641—2025)配制粉状全价配合饲料,其组成及营养水平见表1。分别于试验开始前和试验结束当天早晨进行空腹称重。试验期间每日观察鹅群健康状况,记录死亡及腹泻情况,并统计死亡率和腹泻率[25]。
表1 全价配合饲料组成及营养水平(风干基础)

Table 1 Composition and nutrient levels of the complete formula feed (air-dry basis) %

原料Ingredients 含量Content 营养水平Nutrient levels2) 含量Content
玉米Corn 57.00 代谢能ME/(MJ/kg) 11.92
豆粕Soybean meal 30.00 水分Moisture 13.54
小麦麸Wheat bran 3.00 粗蛋白质CP 15.01
玉米蛋白粉Corn protein meal 3.00 粗纤维CF 10.02
石粉Limestone 1.30 粗灰分Ash 12.04
磷酸氢钙CaHPO4 1.50 钙Ca 1.50
食盐NaCl 0.30 总磷TP 0.50
豆油Soybean oil 2.50 赖氨酸Lys 1.05
L-赖氨酸盐酸盐L-Lys·HCl 0.25 蛋氨酸Met 0.45
DL-蛋氨酸DL-Met 0.15 蛋氨酸+胱氨酸Met+Cys 0.75
预混料Premix1) 1.00
合计Total 100.00

1)预混料为每千克全价配合饲料提供 The premix provided the following per kg of the complete formula feed:VA 12 000 IU,VD3 3 500 IU,VE 30 IU,VK3 2.5 mg,VB2 10 mg,VB12 0.025 mg,烟酸 nicotinic acid 60 mg,泛酸钙 calcium pantothenate 18 mg,叶酸 folic acid 1.2 mg,吡哆醇 pyridoxine 4.5 mg,生物素 biotin 0.15 mg,胆碱 choline 500 mg,Cu (as copper sulfate) 10 mg,Fe (as ferrous sulfate) 90 mg,Zn (as zinc sulfate) 80 mg,Mn (as manganese sulfate) 100 mg,I (as potassium iodide) 0.5 mg,Se (as sodium selenite) 0.3 mg。
2)代谢能和氨基酸为参照《中国饲料成分及营养价值表(2020年第31版)》所得计算值,其余为参照对应国标方法所得实测值。ME and amino acid contents were calculated according to Tables of Feed Composition and Nutritive Values in China (31st edition, 2020), while the others were determined experimentally following the corresponding national standard methods.

1.3 统计分析

雏鹅生长性能指标数据使用SPSS 22.0软件进行独立样本t检验分析,结果以“平均值±标准误”表示;死亡率和腹泻率的组间比较则采用Fisher确切概率法。以P<0.05为差异显著判定标准,P<0.01为差异极显著判定标准。采用 Excel 2024 软件进行曲线图与柱状图的绘制,并利用MEGA 12软件构建细菌系统发育树。

2 结果与分析

2.1 分离菌株的鉴定

如图1所示,分离自平坝灰鹅粪便的菌株F11,其菌落呈乳白色,形态为圆形、略微隆起,表面光滑湿润,边缘整齐,整体不透明,革兰氏阳性。生化鉴定结果显示,菌株F11对七叶苷、纤维二糖、蔗糖、麦芽糖和水杨苷呈阳性(表2)。测序结果经BLAST比对后发现,F11菌株为食窦魏斯氏菌(GenBank登录号:PV945939)(图2)。
图1 菌株F11的菌落形态

Fig.1 Colonial morphology of strain F11

表2 菌株F11的生化鉴定结果

Table 2 Biochemical identification results of strain F11

鉴定管
Identification tubes		 结果
Results		 鉴定管
Identification tubes		 结果
Results
七叶苷Aesculin + 蔗糖Sucrose +
纤维二糖Cellobiose + 棉子糖Raffinose -
麦芽糖Maltose + 菊糖Inulin -
甘露醇Mannitol - 乳糖Lactose -
水杨苷Salicin + 1%马尿酸钠1% sodium hippurate -
山梨醇Sorbitol -

“+”:阳性 positive;“-”:阴性 negative。

图2 菌株F11的系统发育树

Weissella cibaria:食窦魏斯氏菌;strain:菌株;Weissella sp.:魏斯氏菌属未知种。

Fig.2 Phylogenetic tree of strain F11

2.2 菌株F11的益生特性

2.2.1 生长曲线与产酸曲线

如图3所示,菌株F11在接种4 h后进入对数生长期,在8~48 h为稳定期,48 h时菌的OD600值达到2.1,说明该菌株具有较强的生长繁殖能力;菌株F11的pH先快速下降然后趋于稳定,在12 h时pH达到3.99,48 h时的pH能达到3.65以下。
图3 菌株F11的生长曲线与产酸曲线

Fig.3 Growth curve and acid production curve of strain F11

2.2.2 耐酸和耐胆盐性能

如图4所示,当pH为2.5时,菌株F11的生长基本受到抑制,表明强酸条件抑制该菌株的增殖;在pH 3.0条件下菌株F11仍可生长但速率较慢;而在pH 4.0和6.0条件下,菌株F11生长未受到明显影响,基本趋于正常。
图4 菌株F11的耐酸性能

Fig.4 Acid tolerance of strain F11

如图5所示,菌株F11在0、1、2、3、4 g/L胆盐条件下,OD600值分别为0.056、0.671、0.994、1.393和2.018;菌株F11在3 g/L胆盐条件下也能够生长,但在4 g/L胆盐条件下停止生长,说明菌株F11能够耐受小于3 g/L的胆盐环境。
图5 菌株F11的耐胆盐性能

Fig.5 Bile salt tolerance of strain F11

2.2.3 抑菌活性

如表3所示,菌株F11对大肠杆菌、金黄色葡萄球菌、鼠伤寒沙门氏菌及绿脓假单胞杆菌均具有抑制活性,且抑制效果存在差异,其中对金黄色葡萄球菌的抑制效果最好。
表3 菌株F11的抑菌效果

Table 3 Antibacterial effect of strain F11 mm

菌株
Strain		 抑菌圈直径Inhibition zone diameter
金色葡萄球菌
staphylococcus
aureus		 鼠伤寒沙门氏菌
Salmonella
typhimurium		 绿脓假单胞杆菌
Pseudomonas
aeruginosa		 大肠杆菌
Escherichia coli
F11 17.52 ±0.44 13.63±0.51 15.54±0.61 14.32±0.46

2.2.4 抗氧化活性

如图6所示,菌株F11发酵上清液对DPPH自由基的清除率随发酵时间的增加呈现先升高后降低的趋势,以发酵24 h的上清液对DPPH自由基的清除率达到最强(85.96%);阳性对照维生素C溶液(2 mg/mL)对DPPH自由基的清除率为91.58%。这说明菌株F11发酵上清液具有一定的DPPH自由基清除能力,且在24 h发酵时长下的抗氧化活性相对更显著,虽低于维生素C,但其表现出较强的抗氧化潜力。
图6 菌株F11发酵上清液的抗氧化活性

Fig.6 Antioxidant activity of fermentation supernatant of strain F11

2.3 菌株F11的安全性

2.3.1 溶血试验结果

如图7所示,菌株F11在孵育48 h后未出现溶血现象。
图7 菌株F11的溶血试验结果

A:金色葡萄球菌(作为阳性对照) Staphylococcus aureus (as positive control);B:菌株F11 strain F11。

Fig.7 Hemolysis test results of strain F11

2.3.2 药敏试验结果

如图8所示,菌株F11对氟苯尼考、强力霉素、克林霉素、氯霉素、头孢氨苄、庆大霉素、头孢曲松、四环素、米诺环素、环丙沙星、左氧氟沙星、红霉素敏感,对万古霉素、诺氟沙星、哌拉西林、卡那霉素、苯唑西林、链霉素和头孢唑啉不敏感。
图8 菌株F11的药敏试验结果

NOR:诺氟沙星 norfloxacin;CN:头孢氨苄 cefalexin;C:氯霉素 chloramphenicol;CC:克林霉素 clindamycin;CIP:环丙沙星 ciprofloxacin;OX:苯唑西林 oxacillin;PIP:哌拉西林 piperacillin;MI:米诺环素 minocycline;CTR:头孢曲松 ceftriaxone;E:红霉素 erythromycin;FFC:氟苯尼考 florfenicol;GEN:庆大霉素 gentamicin;DO:强力霉素 doxycycline;KAN:卡那霉素 kanamycin;VAN:万古霉素 vancomycin;CZ:头孢唑啉 cefazolin;TET:四环素 tetracycline;LVX:左氧氟沙星 levofloxacin;S:链霉素 streptomycin。

Fig.8 Antibiotic susceptibility of strain F11

2.4 菌株F11对雏鹅生长性能和腹泻率的影响

由表4可知,经过28 d的饲养试验,试验组雏鹅的终末体重、平均日增重和平均日采食量均极显著高于对照组(P<0.01),同时料重比极显著低于对照组(P<0.01),表明均F11具有促生长作用,且能提高饲料转化效率。
表4 菌株F11对雏鹅生长性能的影响

Table 4 Effects of strain F11 on growth performance of goslings

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Test group		 P值
P-value
初始体重Initial body weight/g 121.5±12.4 119.6±18.2 0.421
终末体重Final body weight/g 1 278.5±56.3 1 467.2±83.3 <0.001
平均日增重Average daily gain/(g/d) 41.3±2.1 48.1±2.8 <0.001
平均日采食量Average daily feed intake/(g/d) 108.5±8.1 115.2±9.4 0.008
料重比F/G 2.63±0.15 2.40±0.12 <0.001
由表5可知,虽然试验组雏鹅的死亡率和腹泻率与对照组没有显著差异(P>0.05),但死亡率和腹泻率分别较对照组分别降低6.7和10.0个百分点,说明菌株F11具有降低雏鹅死亡率和腹泻率的潜力。
表5 试验全期雏鹅的死亡率和腹泻率

Table 5 Mortality and diarrhea rate of goslings during entire trial period

项目
Items		 死亡数
Death count/只		 死亡率
Mortality/%		 腹泻数
Diarrhea count/只		 腹泻率
Diarrhea rate/%
对照组Control group 3 10.0 8 26.7
试验组Test group 1 3.3 5 16.7
P值P-value - 0.301 - 0.366

3 讨论

本研究成功地从健康平坝灰鹅的粪便中分离并鉴定出1株食窦魏斯氏菌F11。综合体外评价及初步体内试验结果表明,菌株F11具备优良的益生特性,包括强大的产酸能力、良好的胃肠道环境耐受性、广谱的抑菌活性以及符合安全标准的抗生素敏感性谱,展现出作为鹅用饲用益生菌的开发潜力。
乳酸菌的产酸能力是发挥其益生作用的基础。酸性环境不仅有助于抑制肠道病原菌的定植,还能促进宿主的营养吸收[26]。本试验采用含CaCO3的MRS固体培养基进行初筛,通过水解圈大小直观评价菌株的产酸能力,菌株F11可产生清晰、较大的水解圈,证明其具有较强的产酸能力,这与文献报道的食窦魏斯氏菌高产乳酸特性相符[27]。此外,菌株F11在培养2~8 h时进入对数生长期,表明该菌株增殖速率较快,这不仅有利于其在工业化发酵过程中缩短生产周期、降低成本,也为其在宿主肠道内快速建立优势种群提供了重要基础。
耐受胃酸的低pH环境与肠道的高浓度胆盐环境,是益生菌成功定植并发挥益生作用的先决条件[28]。在本研究中,菌株F11在pH 3.0的酸性环境和0.3%的胆盐浓度下仍能够生长,表现出较强的胃肠环境耐受性。这一结果凸显了魏斯氏菌属在耐受性方面的潜在优势。研究表明,魏斯氏菌属可通过上调碳水化合物代谢相关基因的表达,重塑细胞膜通透性,进而提高营养物质的摄取与利用效率,同时精确调控氨基酸和糖类等物质的跨膜转运,为细胞在酸性环境中维持稳态提供物质基础[29-30]。这种较强的胃肠耐受性可确保菌株F11在通过鹅的肌胃与十二指肠后仍保持较高存活率,为其在肠道定植并发挥益生功效奠定了必要基础。
菌株F11对金黄色葡萄球菌、鼠伤寒沙门氏菌、绿脓假单胞杆菌和大肠杆菌等常见禽类病原菌均表现出一定抑制作用,这表明其具备广谱的抑菌活性。关于魏斯氏菌属的抑菌机制,已有研究报道主要与其代谢产生的有机酸(如乳酸、乙酸)降低环境pH有关,也可能涉及细菌素或抗菌肽等物质的合成[31]。例如,Tenea等[32]从纳朗吉拉果(Solanum quitoense)中分离的食窦魏斯氏菌UTNGt21O菌株可产生一种新型抗菌肽,能有效抑制鼠伤寒沙门氏菌和大肠杆菌的生长。基于上述机制及本研究的抑菌试验结果,推测菌株F11的抑菌活性可能主要源于有机酸所致的pH下降,亦不排除其合成细菌素或抗菌肽等未知抑菌物质的可能性,该推测有待通过后续试验加以验证。Liu等[33]从泡菜中分离的食窦魏斯氏菌P-8在抑制多重耐药(MDR)病原菌方面表现出一定潜力,该菌株对肠道病原菌尤其是多重耐药大肠杆菌表现出优异的抑菌活性。Han等[34]则从韩国传统发酵食品Sikhae中分离出1株魏斯氏菌属未知种(Weissella sp.) SNUL2,并证明其无细胞上清液对包括常见食源性致病菌在内的60种细菌均具有广谱抑菌活性。这种广谱抑菌能力对维持鹅肠道微生态平衡、竞争性排斥病原菌定植及预防肠道疾病具有直接且重要的意义,也与本研究中菌株F11降低雏鹅腹泻率的结果相互印证。
安全性是评估益生菌能否应用于食品或饲料的核心指标。理想的益生菌应对常用抗生素保持敏感,且不具溶血活性[35]。本研究的药敏试验结果表明,菌株F11对氟苯尼考、强力霉素等禽类常用治疗性抗生素敏感,这意味着在鹅群发生细菌感染时,使用这些药物不会因菌株F11的存在而影响疗效。此外,菌株F11未表现出溶血活性,进一步说明其不具备细胞侵袭性,对宿主安全可靠。雏鹅饲养试验显示,菌株F11能够提高生长性能并降低腹泻率,这为其体外筛选所得的益生特性提供了体内证据支持。其促生长作用机制可能涉及多方面:通过调节肠道菌群结构抑制病原菌增殖[36];通过产生有机酸促进营养物质消化吸收;通过调节肠道免疫应答来增强机体整体健康水平[37]。

4 结论

本研究从健康平坝灰鹅粪便中筛选获得的食窦魏斯氏菌F11具有良好的益生特性与安全性。该菌株产酸能力强,能耐受胃肠环境(pH 3.0、0.3%胆盐),对多种致病菌具有抑制作用,且抗生素耐药性符合安全标准。动物试验证实,食窦魏斯氏菌F11能极显著提高雏鹅的生长性能并降低腹泻率。综上所述,食窦魏斯氏菌F11安全性好、益生功能突出,具备开发为鹅用饲用益生菌剂的巨大潜力。

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