Chinese Journal of Animal Nutrition >

2026 , Vol. 38 >Issue 8: 6076 - 6086

DOI: https://doi.org/10.12418/CJAN2026.487

RESEARCH PAPER

Effects of Yucca schidigera Extract on Immune Function and Intestinal Health of Cats

  • YAN Xianglei , 1 ,
  • HE Jiawei 1 ,
  • ZHONG Xiang , 1, * ,
  • ZHAO Nian , 2, *
Expand
  • 1 College of Animal Science and Technology, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095, China
  • 2 Shanghai Bridge Pet Products Co., Ltd., Shanghai 200540, China
*ZHONG Xiang, professor, E-mail: ;
ZHAO Nian, E-mail:

Received date: 2026-01-06

  Online published: 2026-08-13

Fold

Abstract

This experiment was conducted to investigate the effects of Yucca schidigera extract on serum immune indices, intestinal barrier indices, and fecal microbiota of adult Ragdoll cats. Twenty healthy Ragdoll cats aged 2 to 5 years with a body condition score (BCS) of 5 were randomly divided into 2 groups with 10 replicates per group and 1 cat per replicate. The control group was fed a basal diet, and the experimental group was fed the basal diet supplemented with 0.5% Yucca schidigera extract (dry matter basis). The experiment lasted for 42 days. The results showed as follows: 1) there was no significant difference in average daily gain between the experimental group and the control group (P>0.05). 2) From days 22 to 42, the proportion of fecal scores <2 in the experimental group was 4.30%, which was lower than that in the control group (9.60%). 3) On day 21, compared with the control group, the serum lipopolysaccharide (LPS) content, serum diamine oxidase (DAO) activity and fecal calprotectin content in the experimental group were significantly decreased (P<0.05); on day 42, the serum intestinal fatty acid-binding protein (I-FABP) content in the experimental group was significantly decreased (P<0.05). 4) On day 21, the serum interleukin-1β (IL-1β) content in the experimental group was significantly lower than that in the control group (P<0.05). 5) At the genus level, on day 21, the relative abundance of Bacteroides in feces of the experimental group was significantly higher than that in the control group (P<0.05); on day 42, the relative abundance of Fusobacterium in feces of the experimental group was significantly higher than that in the control group (P<0.05). In conclusion, dietary supplemented with 0.5% Yucca schidigera extract can improve intestinal mucosal barrier function, modulate immune function and gut microbial community structure, and consequently enhance intestinal health in cats.

Key words： Yucca schidigera extract; cats; immune function; intestinal barrier; fecal microbiota

Cite this article

YAN Xianglei , HE Jiawei , ZHONG Xiang , ZHAO Nian . Effects of Yucca schidigera Extract on Immune Function and Intestinal Health of Cats[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2026 , 38(8) : 6076 -6086 . DOI: 10.12418/CJAN2026.487

随着社会经济发展与养宠观念转变,猫已成为家庭重要陪伴动物,宠物产业也从传统饲养向情感陪伴、健康养护延伸[1]。肠道稳态对宠物健康至关重要,肠道微生物可通过消化、免疫等途径调控宿主代谢[2-4];而消化不良、腹泻等宠物消化道疾病,多与肠道功能紊乱或微生物群落失衡相关,调整饮食结构可有效改善肠道环境、缓解症状[5]。丝兰提取物源于百合科丝兰属植物的茎、叶,已被广泛应用于宠物饲料领域,具有改善犬、猫粪便异味、缓解轻度肠道紊乱[6-7]的作用。它既能破坏致病微生物细胞膜以抑制其增殖,又能发酵产生短链脂肪酸为肠上皮细胞的供能,修复并增强肠道屏障完整性[8]。目前丝兰提取物多与处方饲粮结合用于宠物疾病的营养干预,但针对该提取物对健康布偶猫肠道屏障及微生物群落稳态的系统性研究仍较匮乏[9]。因此,本试验旨在以健康布偶猫为研究对象,探究丝兰提取物对猫血清免疫指标、肠道屏障指标及肠道微生物区系的影响,为丝兰提取物在猫肠道健康养护中的应用提供科学参考。

1 材料与方法

1.1 试验材料

本试验所用丝兰提取物中天然类固醇萨洒皂角苷(Sarsasaponin)含量≥15%(干物质基础)。

1.2 试验设计与饲养管理

本试验所有程序均已获得南京农业大学实验动物福利与动物实验伦理审查委员会的批准,批准编号为SYXK-2017-0027。
选取20只2~5岁体况评分(BCS)为5分的健康布偶猫,随机分成2组,每组10个重复,每个重复1只。对照组饲喂基础饲粮,试验组饲喂基础饲粮中添加0.5%丝兰提取物(干物质基础,添加量根据预试验结果确定)的试验饲粮。试验期为42 d。
试验所用基础饲粮与添加0.5%丝兰提取物的试验饲粮均由上海比瑞吉宠物用品股份有限公司提供。基础饲粮配制符合NRC(2006)成年猫能量需求标准,其组成及营养水平见表1。试验饲粮配制时首先将丝兰提取物与预混料混匀,再添加到整个饲粮中。试验期间保持动物房通风和清洁,每日清扫1次,定期驱虫,消毒遵循常规防疫规范管理。试验猫自由采食与饮水,同时每天观察和记录试验猫的精神、食欲、排便状况。
表1 基础饲粮组成及营养水平(干物质基础)

Table 1 Composition and nutrient levels of the basal diet (DM basis)

项目 Items 含量 Content
原料 Ingredients
鸡肉粉 Chicken meal 40.00
大米 Rice 40.00
鸭油 Duck fat 12.00
预混料 Premix1) 3.00
啤酒酵母粉 Brewer’s yeast powder 3.00
鱼油 Fish oil 2.00
合计 Total 100.00
营养水平 Nutrient levels2)
粗蛋白质 CP 29.70
粗脂肪 EE 18.05
粗灰分 Ash 10.30
粗纤维 CF 1.32
钙 Ca 0.98
总磷 TP 1.35
水溶性氯化物 Water-soluble chloride 1.04
牛磺酸 Taurine 0.67
蛋氨酸 Met 0.90
代谢能 ME/(MJ/kg) 21.34

1)预混料为每千克饲粮提供 The premix provided the following per kg of the diet:VA 6 668 IU,VB1 5.6 mg,VB2 4 mg,VB6 4 mg,VB12 0.02 mg,VD3 280 IU,烟酸 niacin 60 mg,叶酸 folic acid 0.8 mg,泛酸 pantothenic acid 5.75 mg,D-生物素 D-biotin 0.07 mg,生育酚乙酸酯 tocopheryl acetate 40 IU,硫酸锌 zinc sulfate 75 mg,硫酸铜 copper sulfate 15 mg,硫酸亚铁 ferrous sulfate 80 mg,硫酸锰 manganese sulfate 7.6 mg,亚硒酸钠 sodium selenite 0.3 mg,碘酸钙 calcium iodate 1.8 mg。

2)代谢能为计算值,其余营养水平为实测值。DE was a calculated value, while the others were measured values.

1.3 样品采集

分别在试验第21和42天,每只动物通过前肢静脉采集2 mL血液置于非抗凝管,静置30 min后离心10 min分离血清,-20 ℃保存待测。在试验第21和42天收集每只动物新鲜自然排出的粪便样本,严格选取足量粪便内部核心区域(避免接触地面、猫体皮肤等造成污染),每份3~5 g置于无菌冻存管中,密封后立即通过液氮速冻处理,随后转存于-80 ℃避光保存,待测。

1.4 检测指标与方法

1.4.1 饲粮营养水平

饲粮干物质、粗蛋白质、粗脂肪、粗纤维和粗灰分含量测定方法分别参考《饲料中水分的测定》(GB/T 6435—2014)、《饲料中粗蛋白的测定 凯氏定氮法》(GB/T 6432—2018)、《饲料中粗脂肪的测定》(GB/T 6433—2006)、《饲料中粗纤维的含量测定》(GB/T 6434—2022)、《饲料中粗灰分的测定》(GB/T 6438—2007);钙和总磷含量测定方法分别参考《饲料中钙的测定》(GB/T 6436—2018)、《饲料中总磷的测定 分光光度法》(GB/T 6437—2018);水溶性氯化物含量测定方法参考《饲料中水溶性氯化物的测定》(GB/T 6439—2023);牛磺酸含量测定方法参考农业部2483号公告-5—2016《饲料中牛磺酸的测定 高效液相色谱法(HPLC)》;蛋氨酸含量测定方法参考《饲料中氨基酸的测定》(GB/T 18246—2019);代谢能为计算值,参考农业农村部公告第20号《宠物饲料标签规定》附录8猫用宠物饲料产品能量值计算方法得到。

1.4.2 平均日增重(ADG)

在试验第1、21和42天,晨饲前对每只动物进行空腹称重,计算ADG。

ADG/(g/d)=(末重-初重)/试验天数。

1.4.3 粪便评分

在试验期间,每天观察并记录所有动物的粪便性状,使用Waltham®粪便评分系统对粪便性状进行评分(1~5分),分值越高表明粪便含水量越低[10],其中3分为粪便最理想的评分。粪便评分标准见表2。
表2 粪便评分标准

Table 2 Fecal scoring criteria

评分 Scores 粪便性状 Fecal characteristics
1 完全液态,没有任何成形的迹象
2 质地柔软,处于不成形的状态
3 柔软湿润的条状,不过只是部分区域有成形的趋势
4 已经完全成形,整体略显干结但软硬程度比较适中
5 坚硬的状态,通常呈现干片状或类似小石头的形态,且完全成形

1.4.4 肠道屏障指标

采用酶联免疫吸附试验(ELISA)测定肠道屏障指标,所测指标包括血清中的脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)、二胺氧化酶(diamine oxidase,DAO)、连蛋白(zonulin)和肠型脂肪酸结合蛋白(intestinal fatty acid-binding protein,I-FABP)及粪便中的钙卫蛋白(calprotectin)和α1-抗胰蛋白酶(alpha-1 antitrypsin,α1-AT)。所有指标均通过购自江苏酶免实业有限公司的ELISA试剂盒测定,按照试剂盒说明书进行操作。

1.4.5 血清免疫指标

采用ELISA测定血清免疫指标,所测指标包括肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)、白细胞介素-1β(interleukin-1β,IL-1β)、白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6)。所有指标均通过购自江苏酶免实业有限公司的ELISA试剂盒测定,按照试剂盒说明书进行操作。

1.4.6 粪便微生物16S rRNA扩增子测序

取粪便样本进行粪便微生物16S rRNA扩增子测序,所有测序工作由北京诺禾致源科技股份有限公司完成。利用高保真PCR对16S rRNA基因V3~V4区进行扩增,使用高通量测序技术对目标区域进行正、反向测序,通过检测目标区域的序列变异和丰度,对粪便微生物区系进行分析。

1.5 数据统计与分析

使用SPSS 26.0统计软件对体重、肠道屏障指标、血清免疫指标和粪便微生物α多样性指标进行独立样本t检验,结果以“平均值±标准误”表示。通过Pearson相关性分析,解析肠道屏障指标、血清免疫指标和粪便属水平微生物相对丰度的相关性。P<0.05表示差异显著,0.05≤P<0.10表示差异有显著的趋势。

2 结果与分析

2.1 丝兰提取物对猫ADG的影响

如表3所示,第1~21天和第22~42天,ADG在组间均无显著差异(P>0.05)。
表3 丝兰提取物对猫ADG的影响

Table 3 Effects of Yucca schidigera extract on ADG of catsg/d

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Experimental group		 P值
P-value
第1~21天 Day 1 to day 21 -6.39±3.35 0.11±3.27 0.819
第22~42天 Day 22 to day 42 0.29±2.01 4.36±3.14 0.105

2.2 丝兰提取物对猫粪便评分的影响

如表4所示,第1~21天,2组间的粪便评分中各分值占比相似。第22~42天,试验组粪便评分<2的占比为4.30%,明显小于对照组(9.60%);试验组粪便评分>3的占比为50.54%,明显大于对照组(39.90%),表明丝兰提取物可有效改善布偶猫粪便性状,降低腹泻率。
表4 丝兰提取物对猫粪便评分中各分值占比的影响

Table 4 Effects of Yucca schidigera extract on proportion of each score in fecal scoring of cats%

分值
Scores		 对照组
Control
group		 试验组
Experimental
group
第1~21天 Day 1 to day 21
<2 0.53 0.61
2~3 33.16 35.37
>3 66.31 64.02
第22~42天 Day 22 to day 42
<2 9.60 4.30
2~3 50.50 45.16
>3 39.90 50.54

2.3 丝兰提取物对猫肠道屏障指标的影响

如表5所示,第21天,与对照组相比,试验组血清中LPS含量、DAO活性及粪便中钙卫蛋白含量均显著降低(P<0.05);试验组血清中α1-AT活性在数值上降低了22.19%,但差异不显著(P>0.05);试验组血清中连蛋白和I-FABP含量无显著差异(P>0.05)。第42天,与对照组相比,试验组血清中I-FABP含量显著降低(P<0.05),试验组血清中LPS含量、连蛋白含量与DAO活性以及粪便中的钙卫蛋白含量和α1-AT活性无显著差异(P>0.05)。
表5 丝兰提取物对猫肠道屏障指标的影响

Table 5 Effects of Yucca schidigera extract on intestinal barrier indices of cats

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Experimental group		 P值
P-value
第21天 Day 21
血清 Serum
脂多糖 LPS/(ng/L) 139.21±11.13 129.07±10.09 0.047
二胺氧化酶 DAO/(pg/mL) 71.61±4.87 65.45±3.60 0.005
连蛋白 Zonulin/(ng/mL) 658.00±60.58 689.64±54.99 0.263
肠型脂肪酸结合蛋白 I-FABP/(μg/L) 6.29±0.60 6.06±1.24 0.602
粪便 Feces
钙卫蛋白 Calprotectin/(pg/g) 4 583.74±308.58 3 519.84±263.17 0.017
α1-抗胰蛋白酶 α1-AT/(ng/g) 308.39±29.00 239.95±26.75 0.100
第42天 Day 42
血清 Serum
脂多糖 LPS/(ng/L) 130.73±24.63 127.81±22.19 0.790
二胺氧化酶 DAO/(pg/mL) 96.44±19.77 89.79±18.49 0.447
连蛋白 Zonulin/(ng/mL) 557.77±42.61 600.29±60.41 0.294
肠型脂肪酸结合蛋白 I-FABP/(μg/L) 5.23±0.67 4.59±0.48 0.024
粪便 Feces
钙卫蛋白 Calprotectin/(pg/g) 4 364.44±633.68 3 896.63±483.77 0.565
α1-抗胰蛋白酶 α1-AT/(ng/g) 224.53±22.13 221.46±19.67 0.919

2.4 丝兰提取物对猫血清免疫指标的影响

如表6所示,第21天,与对照组相比,试验组血清中IL-1β含量显著降低(P<0.05),血清中IL-6、TNF-α含量无显著差异(P>0.05)。第42天,与对照组相比,试验组血清中IL-6、IL-1β、TNF-α含量均无显著差异(P>0.05)。
表6 丝兰提取物对猫血清免疫指标的影响

Table 6 Effects of Yucca schidigera extract on serum immune indices of catsng/L

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Experimental group		 P值
P-value
第21天 Day 21
白细胞介素-6 IL-6 160.28±24.14 143.68±19.63 0.109
白细胞介素-1β IL-1β 40.99±4.21 32.53±2.92 <0.001
肿瘤坏死因子-α TNF-α 105.2±23.72 103.89±24.60 0.905
第42天 Day 42
白细胞介素-6 IL-6 139.75±14.18 146.81±10.00 0.252
白细胞介素-1β IL-1β 43.05±8.21 38.16±4.65 0.118
肿瘤坏死因子-α TNF-α 86.58±21.49 74.32±14.79 0.157

2.5 丝兰提取物对猫粪便微生物区系的影响

2.5.1 粪便微生物α多样性分析

α多样性指数分析结果如表7所示,第21天,试验组Chao1指数有高于对照组的趋势,但是差异不显著(P>0.05);Simpson指数和Shannon指数在组间均无显著差异(P>0.05)。第42天,试验组Simpson指数和Shannon指数有高于对照组的趋势,但是差异不显著(P>0.05);Chao1指数在组间无显著差异(P>0.05)。
表7 丝兰提取物对猫粪便微生物α多样性的影响

Table 7 Effects of Yucca schidigera extract on α-diversity of fecal microbiota in cats

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Experimental group		 P值
P-value
第21天 Day 21
Chao1指数 Chao1 index 125.72±5.54 150.87±12.13 0.075
Shannon指数 Shannon index 3.84±0.24 4.25±0.21 0.216
Simpson指数 Simpson index 0.85±0.02 0.89±0.01 0.198
第42天 Day 42
Chao1指数 Chao1 index 138.15±11.34 158.69±16.53 0.319
Shannon指数 Shannon index 3.87±0.19 4.47±0.28 0.093
Simpson指数 Simpson index 0.84±0.03 0.90±0.02 0.088

2.5.2 粪便微生物β多样性分析

如图1所示,β多样性PCoA结果显示,第21和42天,组间样本均交叉分布,无明显分离趋势,表明微生物群落的稳定性未受丝兰提取物的影响。
图1 粪便微生物β多样性分析

Fig.1 β diversity analysis of fecal microbiota

2.5.3 粪便微生物在门水平上相对丰度

如图2所示,在门水平上,第21和42天,厚壁菌门(Bacillota,旧称为Firmicutes)、放线菌门(Actinomycetota)、拟杆菌门(Bacteroidota)和变形菌门(Pseudomonadota)均是各组粪便微生物相对丰度排名前4的优势菌门,其相对丰度之和占微生物群落总量的80%以上。如表8所示,第21天,试验组猫粪便微生物中梭杆菌门(Fusobacteriota)相对丰度显著高于对照组(P<0.05),粪便中放线菌门相对丰度显著低于对照组(P<0.05)。
图2 粪便微生物在门水平上相对丰度

Fig.2 Relative abundance of fecal microbiota at phylum level

表8 粪便微生物中相对丰度具有显著差异的优势菌门和优势菌属

Table 8 Dominant phyla and dominant genera with significantly different relative abundances in fecal microbiota%

项目
Items		 对照组
Control group		 试验组
Experimental group		 P值
P-value
门水平 Phylum level
第21天 Day 21
梭杆菌门 Fusobacteriota 4.21±1.48 13.60±4.30 0.032
放线菌门 Actinomycetota 20.54±5.98 6.76±1.39 0.049
属水平 Genus level
第21天 Day 21
拟杆菌属 Bacteroides 7.46±3.18 18.38±3.81 0.041
第42天 Day 42
梭杆菌属 Fusobacterium 0.02±0.01 2.78±1.19 0.045

2.5.4 粪便微生物在属水平上相对丰度

如图3和表8所示,在属水平上,第21天,试验组粪便中拟杆菌属(Bacteroides)相对丰度显著高于对照组(P<0.05);第42天,试验组微生物中梭杆菌属(Fusobacterium)相对丰度显著高于对照组(P<0.05)。
图3 粪便微生物在属水平上相对丰度

Fig.3 Relative abundance of fecal microbiota at genus level

2.5.5 粪便微生物线性判别分析效应大小(LEfSe)分析

如图4所示,以线性判别分析(LDA)>2、P<0.05为标准,对粪便微生物进行LEfSe分析。结果显示,第21天,共筛选出15个在组间存在显著差异的微生物群落物种,试验组拟杆菌属、梭杆菌属、丁酸单胞菌属(Butyricimonas)、粪副拟杆菌(Parabacteroides_merdae)和颤杆菌属(Oscillibacter)显著富集,对照组联合乳杆菌属(Ligilactobacillus)、乳杆菌科(Lactobacillaceae)显著富集;第42天共筛选出14个组间差异显著的微生物群落物种,试验组放线菌纲(Actinobacteria)以及丁酸单胞菌属、产丁酸菌株L2-10(butyrate_producing_bacterium_L2-10)和未分类毛螺菌科(unclassified_Lachnospiraceae)等产丁酸微生物显著富集,对照组联合乳杆菌属显著富集。
图4 粪便微生物LEfSe分析

g:属 genus;f:科 family;s:种 species;c:纲 class;Ligilactobacillus:联合乳杆菌属;Lactobacillaceae:乳杆菌科;Bacteroidaceae:拟杆菌科;Bacteroides:拟杆菌属;Fusobacterium:梭杆菌属;Tannerellaceae:坦纳菌科;Parabacteroides:副拟杆菌属;Anaerococcus:厌氧球菌属;Marinifilaceae:海丝菌科;Parabacteroides_merdae:粪副拟杆菌;Odoribacter:气味杆菌属;unclassified_Odoribacter:未分类气味杆菌;Butyricimonas:丁酸单胞菌属;Oscillibacter:颤杆菌属;Tyzzerellasp_Marseille_P3062:泰泽氏菌属未定种马赛P3062;unclassified_Sarcina:未分类八叠球菌;Sarcina:八叠球菌属;Actinobacteria:放线菌纲;Catenisphaera:链球形菌属;Chlamydia_trachomatis:沙眼衣原体;Veillonella:韦荣球菌属;Blautia_glucerasea:解葡布劳特氏菌;unclassified_Lachnospiraceae:未分类毛螺菌科;butyrate_producing_bacterium_L2-10:产丁酸菌株L2-10;Family_ⅩⅢ_AD3011_group:ⅩⅢ科AD3011类群;unclassified_Family_ⅩⅢ_AD3011_group:未分类ⅩⅢ科AD3011类群。

Fig.4 LEfSe analysis of fecal microbiota

2.6 肠道屏障指标、血清免疫指标和粪便微生物属水平相对丰度的相关性分析

如图5所示,Pearson相关性分析发现,粪便中链球菌属(Streptococcus)相对丰度与血清IL-6含量呈显著正相关(P<0.05),粪便中联合乳杆菌属相对丰度与血清IL-1β含量呈显著负相关(P<0.05),粪便中嗜胨菌属(Peptoniphilus)相对丰度与血清LPS含量呈显著负相关(P<0.05)。
图5 Pearson相关性分析

“*”:P<0.05;Helicobacter:螺杆菌属;Porphyromonas:卟啉单胞菌属;Gallibacterium:鸡杆菌属;Bacteroides:拟杆菌属;Escherichia:埃希氏菌属;Streptococcus:链球菌属;Methylorubrum:甲基红菌属;Olsenella:奥尔森氏菌属;Corynebacterium:棒状杆菌属;Ligilactobacillus:联合乳杆菌属;Fusobacterium:梭杆菌属;Segatella:塞加氏菌属;Canicola:犬嗜血杆菌属;Peptoniphilus:嗜胨菌属;Staphylococcus:葡萄球菌属;Anaerobiospirillum:厌氧螺菌属;Collinsella:柯林斯菌属;Finegoldia:芬戈尔德菌属;Cetobacterium:鲸杆菌属;Bifidobacterium:双歧杆菌属;LPS:脂多糖 lipopolysaccharide;DAO:二胺氧化酶 damne oxidase;α1-AT:α1-抗胰蛋白酶 alpha-1 antitrypsin;zonulin:连蛋白;I-FABP:肠型脂肪酸结合蛋白 intestinal fatty acid-binding protein;calprotectin:钙卫蛋白;IL-6:白细胞介素-6 interleukin-6;IL-1β:白细胞介素-1β interleukin-1β;TNF-α:肿瘤坏死因子-α tumor necrosis factor-α。

Fig.5 Pearson correlation analysis

3 讨论

丝兰提取物常用于宠物饲料,可除臭并调理犬猫肠道,通过抑菌并生成短链脂肪酸修复动物肠道屏障。本试验中,饲粮中添加0.5%丝兰提取物对成年猫ADG无显著影响;第22~42天,试验组布偶猫粪便评分<2的占比为4.30%,明显小于对照组(9.60%),表明丝兰提取物可有效改善布偶猫粪便性状,降低腹泻率。钙卫蛋白是关键的先天免疫蛋白,由中性粒细胞产生并释放:当组织发生炎症时,中性粒细胞聚集至炎症部位释放该蛋白;当肠道黏膜出现炎症损伤时,中性粒细胞跨上皮涌入肠腔,大量钙卫蛋白会随粪便排出[11]。α1-AT是肝脏合成的糖蛋白,可抑制过度活化的蛋白酶以避免机体组织损伤。健康状态下肠道黏膜屏障完整,血液中α1-AT极少渗漏至肠腔;肠道黏膜受损时,肠道通透性增加,α1-AT会随粪便排出[12]。研究显示,结肠炎患者肠道微生物群落失调时,粪便中α1-AT活性与钙卫蛋白含量显著升高,提示肠壁通透性增强、肠道屏障功能障碍[13]。DAO是肠道黏膜上皮细胞胞浆内的组胺代谢酶,正常时血清含量极低;肠上皮受损后,DAO可经损伤部位入血,因此血清中DAO活性是评估肠黏膜屏障损伤的理想指标[14]。I-FABP存在于小肠黏膜上皮细胞,肠绒毛顶端含量最高,负责脂肪酸胞内运输与代谢分配,兼具细胞保护作用,对脂肪吸收利用至关重要[15];血清中I-FABP含量升高提示小肠黏膜损伤。小鼠肠道炎症时,肠道组织中DAO活性与I-FABP含量均会上升,阻碍肠上皮屏障功能,加剧肠道炎症[16]。连蛋白是肠道与肝细胞合成的紧密连接蛋白,可直接调节紧密连接通透性,血清中连蛋白含量升高是“肠漏”的重要生物标志物[17]。LPS是革兰氏阴性菌细胞壁外膜成分,在细菌死亡、裂解或被免疫细胞攻击时会被大量释放[18];它可激活机体细胞信号通路,促使免
疫细胞合成释放促炎细胞因子,引发全身性炎症反应[19]。本试验中,与对照组相比,试验组猫第21天血清中LPS含量、DAO活性及粪便中钙卫蛋白含量均显著降低;第42天血清中I-FABP含量显著降低,而血清中LPS含量、连蛋白含量与DAO活性以及粪便中的钙卫蛋白含量和α1-AT活性无显著差异,说明饲粮中短期(21 d)添加丝兰提取物能够抑制肠道中性粒细胞浸润、减轻上皮细胞急性损伤并降低内毒素向血液易位;长期(42 d)添加则可持续维护小肠绒毛结构完整性。然而,该提取物难以调控肠壁大分子通透性,亦不依赖连蛋白调控肠道紧密连接开放度。值得注意的是,肠道炎症和内毒素水平的短期波动易被机体自身稳态代偿。
机体发生炎症时,血液中IL-1β、IL-6、TNF-α等促炎因子含量会升高。当机体受到病原体(如细菌、病毒)或损伤信号刺激,巨噬细胞、单核细胞等免疫细胞会快速产生并释放大量IL-1β,参与免疫反应的启动、放大及病理损伤全过程[20]。血清IL-6含量是评估炎症严重程度的敏感指标,常用于感染与自身免疫疾病监测[21];TNF-α作为肿瘤坏死因子超家族核心成员,参与免疫防御、炎症反应及细胞存亡的全过程[22]。丝兰提取物被广泛用于多种疾病的替代疗法。本试验中,试验组第21天猫血清中IL-1β含量显著低于对照组。Galli等[23]研究表明,肉鸡饲粮中添加丝兰提取物可通过抑制炎症因子产生,调节免疫反应,抑制卵巢中有害菌的增殖,从而达到抗菌效果,维持肠道健康。这与本试验结果一致,通过调节炎症因子含量,保护肠道黏膜屏障功能,维持肠道健康。
肠道健康与微生物群落结构平衡密切相关。肠道微生物可分解膳食纤维、抗性淀粉并发酵产生短链脂肪酸,既为宿主供能,也参与代谢调节[24]。猫肠道的优势菌门通常为拟杆菌门、厚壁菌门和变形菌门[25],本试验中,第21和42天,2组布偶猫粪便微生物群落的优势菌门均为厚壁菌门、放线菌门、拟杆菌门和变形菌门,与前人研究结果一致。
在属水平上,饲粮添加丝兰提取物后,第21天粪便微生物中拟杆菌属相对丰度显著高于对照组,该菌属可促进营养消化和能量代谢,维持肠道免疫稳态并合成机体必需营养物质[26]。LEfSe分析显示,第21天,试验组粪便中拟杆菌属、梭杆菌属、丁酸单胞菌属等功能菌显著富集;第42天,试验组粪便中产丁酸菌株L2-10和未分类毛螺菌科等产丁酸微生物显著富集。丁酸是肠上皮细胞的主要能量来源,可促进肠道紧密连接蛋白表达,在调控微生物功能与宿主代谢中发挥重要作用[27]。结合肠道屏障与血清免疫指标结果可知,丝兰提取物通过富集拟杆菌属及多种产丁酸功能菌以提升肠道丁酸供给量。一方面,丁酸能够为小肠上皮细胞供能,修复肠黏膜损伤,这与试验组第42天血清中I-FABP含量显著降低的结果相符;另一方面,丁酸能够降低早期促炎因子IL-1β和粪便中钙卫蛋白含量,缓解肠道局部炎症,减少内毒素易位的发生。
本试验中,饲粮添加丝兰提取物后粪便中联合乳杆菌属相对丰度显著下调,而乳杆菌属是核心抗炎微生物[28],这可能是试验第42天抗炎效果减弱的原因之一。本试验中,粪便中嗜胨菌属相对丰度与血清LPS含量呈显著负相关。已有研究报道,嗜脓菌属为丁酸合成菌,其代谢产生的丁酸可改善肠道上皮细胞功能,并抑制肠道内促炎因子释放,避免炎症性黏膜损伤,进而降低血清中LPS含量[29],本试验结果与上述结论相符。

4 结论

综上所述,在本试验条件下,饲粮中添加0.5%丝兰提取物可改善猫肠道黏膜屏障功能、调节免疫功能,同时提高拟杆菌属等有益菌相对丰度,调节肠道微生物群落结构,进而提高猫的肠道健康水平。

References

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[1]
GADOMSKI A, SCRIBANI M B, TALLMAN N, et al. Impact of pet dog or cat exposure during childhood on mental illness during adolescence:a cohort study[J]. BMC Pediatrics, 2022, 22(1):572.

[2]
WANG J J, ZHU N N, SU X M, et al. Gut-microbiota-derived metabolites maintain gut and systemic immune homeostasis[J]. Cells, 2023, 12(5):793.

[3]
SU X M, GAO Y H, YANG R C. Gut microbiota-derived tryptophan metabolites maintain gut and systemic homeostasis[J]. Cells, 2022, 11(15):2296.

[4]
SUN Y G, ZHANG S S, NIE Q X, et al. Gut firmicutes:relationship with dietary fiber and role in host homeostasis[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2023, 63(33):12073-12088.

[5]
PETIT C, ROZIERES A, BOSCHETTI G, et al. Advances in understanding intestinal homeostasis:lessons from inflammatory bowel disease and monogenic intestinal disorder pathogenesis[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2025, 26(13):6133.

[6]
DOS REIS J S, ZANGERÔNIMO M G, OGOSHI R C S, et al. Inclusion of Yucca schidigera extract in diets with different protein levels for dogs[J]. Animal Science Journal, 2016, 87(8):1019-1027.

[7]
PINNA C, VECCHIATO C G, CARDENIA V, et al. An in vitro evaluation of the effects of a Yucca schidigera extract and chestnut tannins on composition and metabolic profiles of canine and feline faecal microbiota[J]. Archives of Animal Nutrition, 2017, 71(5):395-412.

[8]
WANG Y Y, ZHANG Y, REN H J, et al. Dietary Yucca extract and Clostridium butyricum promote growth performance of weaned rabbits by improving nutrient digestibility,intestinal development,and microbial composition[J]. Frontiers in Veterinary Science, 2023, 10:1088219.

[9]
ZHANG J, HU K L, DI L Q, et al. Traditional herbal medicine and nanomedicine:converging disciplines to improve therapeutic efficacy and human health[J]. Advanced Drug Delivery Reviews, 2021, 178:113964.

[10]
OPETZ D L, OBA P M, KOSTIUK D, et al. Effects of weight loss and feeding specially formulated diets on the body composition,blood metabolite profiles,voluntary physical activity,and fecal metabolites and microbiota of overweight cats[J]. Journal of Animal Science, 2023,101:skad332.

[11]
RICCIUTO A, GRIFFITHS A M. Clinical value of fecal calprotectin[J]. Critical Reviews in Clinical Laboratory Sciences, 2019, 56(5):307-320.

[12]
SZANDRUK-BENDER M, WIATRAK B, MERWID-LAD A, et al. The improvement of intestinal mucosal epithelial barrier integrity by 1,3,4-oxadiazole derivatives of pyrrolo[3,4-d]pyridazinone in rat experimental colitis[J]. Journal of Inflammation Research, 2025, 18:9735-9753.

[13]
VARVARYNETS A V. Specifics of barrier function impairment of the large intestine in patients with ulcerative collitis and joint damage[J]. Wiadomości Lekarskie, 2024, 77(10):1989-1995.

[14]
ZHANG Y, CHANG M H, WANG H Y, et al. Music of different tones maintains intestinal immunity by regulating the intestinal barrier and intestinal microbiota[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2025, 26(6):2482.

[15]
CHEN J, YAN Z, LIN Z B, et al. I-FABP protein/mRNA and IL-6 as biomarkers of intestinal barrier dysfunction in neonates with necrotizing enterocolitis and SPF BALB/c mouse models[J]. Journal of International Medical Research, 2024, 52(6):3000605241254788.

[16]
SHI H Z, SUN J H, SUN Y Y, et al. Intestinal epithelial cell-specific knockout of METTL3 aggravates intestinal inflammation in CLP mice by weakening the intestinal barrier[J]. Current Pharmaceutical Biotechnology, 2025, 26(1):80-91.

[17]
FASANO A. All disease begins in the (leaky) gut:role of zonulin-mediated gut permeability in the pathogenesis of some chronic inflammatory diseases[J]. F1000Research, 2020, 9:69.

[18]
MENG M J, HUO R, WANG Y, et al. Lentinan inhibits oxidative stress and alleviates LPS-induced inflammation and apoptosis of BMECs by activating the Nrf2 signaling pathway[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2022, 222( Pt B):2375-2391.

[19]
KUMAR P, SCHRODER E A, RAJARAM M V S, et al. The battle of LPS clearance in host defense vs. inflammatory signaling[J]. Cells, 2024, 13(18):1590.

[20]
WANG Y J, CHE M X, XIN J G, et al. The role of IL-1β and TNF-α in intervertebral disc degeneration[J]. Biomedicine & Pharmacotherapy, 2020, 131:110660.

[21]
JONES S A, JENKINS B J. Recent insights into targeting the IL-6 cytokine family in inflammatory diseases and cancer[J]. Nature Reviews Immunology, 2018, 18(12):773-789.

[22]
JANG D I, LEE A H, SHIN H Y, et al. The role of tumor necrosis factor alpha (TNF-α) in autoimmune disease and current TNF-α inhibitors in therapeutics[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22(5):2719.

[23]
GALLI G M, GRISS L G, BOIAGO M M, et al. Effects of curcumin and Yucca extract addition in feed of broilers on microorganism control (anticoccidial and antibacterial),health,performance and meat quality[J]. Research in Veterinary Science, 2020, 132:156-166.

[24]
DE VOS W M, TILG H, VAN HUL M, et al. Gut microbiome and health:mechanistic insights[J]. Gut, 2022, 71(5):1020-1032.

[25]
COELHO L P, KULTIMA J R, COSTEA P I, et al. Similarity of the dog and human gut microbiomes in gene content and response to diet[J]. Microbiome, 2018, 6(1):72.

[26]
BROWN E M, KE X B, HITCHCOCK D, et al. Bacteroides-derived sphingolipids are critical for maintaining intestinal homeostasis and symbiosis[J]. Cell Host & Microbe, 2019, 25(5):668-680.e7.

[27]
MA L Y, SHEN Q C, LYU W T, et al. Clostridium butyricum and its derived extracellular vesicles modulate gut homeostasis and ameliorate acute experimental colitis[J]. Microbiology Spectrum, 2022, 10(4):e0136822.

[28]
CHEE W J Y, CHEW S Y, THAN L T L. Vaginal microbiota and the potential of Lactobacillus derivatives in maintaining vaginal health[J]. Microbial Cell Factories, 2020, 19(1):203.

[29]
MURAKAMI A, TOYOMOTO K, NAMAI F, et al. Oral administration of Brevibacterium linens from washed cheese increases the proportions of short-chain fatty acid-producing bacteria and Lactobacilli in the gut microbiota of mice[J]. Animal Science Journal, 2023, 94(1):e13905.

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