REVIEW

Research Progress on Regulatory Role of Rumen Bacteria in Meat Quality of Ruminants

  • ZHANG Yinzhen ,
  • ZHAO Yuqi ,
  • HAN Guoli ,
  • AO Changjin , *
Expand
  • Key Laboratory of Animal Nutrition and Feed Science of Colleges and Universities of Inner Mongolia, College of Animal Science, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China
* professor, E-mail:

Received date: 2026-01-28

  Online published: 2026-09-12

Abstract

Meat quality is the core economic and sensory attribute of ruminant meat products. In recent years, rumen bacteria and their metabolic products have been considered to influence the fatty acid composition, oxidation stability, color, tenderness and flavor of meat by altering the host lipid metabolism, fatty acid profile and the formation of flavor precursors. This review systematically reviews the metabolic pathways of rumen bacteria and their fatty acid biohydrogenation, as well as the effects of core bacterial communities and their products on meat quality, aiming to deeply explore the intrinsic relationship between rumen bacteria and meat quality formation, and provide a scientific basis for the improvement of ruminant meat quality based on rumen bacterial regulation.

Cite this article

ZHANG Yinzhen , ZHAO Yuqi , HAN Guoli , AO Changjin . Research Progress on Regulatory Role of Rumen Bacteria in Meat Quality of Ruminants[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2026 , 38(9) : 6400 -6409 . DOI: 10.12418/CJAN2026.512

反刍动物肉制品作为优质动物蛋白质的重要来源,其品质直接决定了产品的经济价值与市场接受度,也是现代畜牧业由“数量型”向“质量型”转型过程中最受关注的核心性状之一。肉质性状受遗传、营养、饲养管理、屠宰加工及瘤胃微生物生态等多种因素的综合影响,其中营养与微生物因素因可调控性强、作用周期短,成为生产实践中改善肉品质最具操作空间的切入点。对于反刍动物而言,瘤胃是至关重要的前消化道结构,绝大部分营养物质的转化与吸收均在此发生[1],其拥有庞大且复杂的微生物区系,每毫升瘤胃液中含有1010个细菌、106个原虫以及数量可观的厌氧真菌、古菌和噬菌体[2]。瘤胃微生物通过协同代谢作用将饲粮中的纤维素、淀粉、蛋白质等物质转化为挥发性脂肪酸(volatile fatty acids,VFAs)、微生物蛋白(microbial crude protein,MCP)及氨基酸等物质,构成了反刍动物可直接利用的主要营养来源,为宿主提供能量和可吸收蛋白质,维持机体健康并直接影响肉品质的形成[3-4]
近年来,随着16S rRNA测序、宏基因组学、宏转录组学及代谢组学等多组学技术的快速发展,瘤胃微生物与宿主肉品质之间的关联研究取得了长足进展。瘤胃微生物及其代谢产物被逐步认定为影响宿主脂质代谢与肌肉表型的重要调控因素,成为肉品质研究关注的焦点。在菌群-表型关联层面,已有研究发现普雷沃氏菌属(Prevotella)、瘤胃球菌属(Ruminococcus)、丁酸弧菌属(Butyrivibrio)等核心菌属的相对丰度与反刍动物肌肉的肌内脂肪含量、大理石花纹评分、剪切力及脂肪酸组成存在显著相关性[5];在代谢通路层面,瘤胃微生物代谢产物作为关键的信号分子和营养前体物,可启动“瘤胃-肝脏-血液-肌肉”的跨器官调控轴,VFAs中的丙酸为宿主糖异生和肌内脂肪合成提供碳骨架,乙酸和丁酸则可作为脂肪酸从头合成的前体;脂肪酸生物氢化、共轭脂肪酸前体物的生成以及风味前体物的累积,均与瘤胃微生物群落的结构与功能密切相关[6]。此外,基于瘤胃微生物干预改善肉品质的策略也陆续见诸报道,进一步佐证了瘤胃微生物在肉品质调控中的关键地位。
然而,现有研究仍存在若干不足:其一,多数研究停留在“菌群组成-表型指标”的相关性描述层面,对关键菌群影响肉品质的因果关系与分子机制挖掘不够深入;其二,不同研究在品种、饲粮、取样部位及分析方法上差异较大,导致结论一致性较差,核心功能菌群的界定尚未形成共识;其三,瘤胃微生物与宿主基因表达、肌肉组织代谢之间的跨器官互作网络仍缺乏系统阐释,“瘤胃-肝脏-肌肉”轴的调控全貌有待进一步整合;其四,针对羊肉膻味、肌内脂肪沉积及脂肪酸组成等具有物种特异性的肉品质性状,基于瘤胃微生物的精准调控策略仍处于起步阶段。
鉴于此,系统梳理瘤胃微生物在反刍动物肉品质形成中的作用机制,厘清关键功能菌群及其代谢通路,归纳现有营养调控手段的研究进展,对于深入理解反刍动物肉品质形成的微生物学基础、发展以菌群为核心的精准营养调控技术具有重要理论价值和现实指导意义。本文从瘤胃核心功能菌群入手,综述其代谢产物对肌肉中脂质沉积、蛋白质沉积及风味前体物形成的影响,进一步探讨基于瘤胃细菌调控改善反刍动物肉品质的可能途径,以期为后续相关研究及生产实践提供依据。

1 瘤胃细菌组成与功能分类

瘤胃微生物中细菌种类与数量最为丰富,是驱动营养代谢的核心力量,其次为真菌、原虫及产甲烷菌[7]。按照与肉品质相关的代谢功能,瘤胃中的细菌主要分为以下几类菌群。

1.1 碳水化合物分解菌

瘤胃中的碳水化合物分解菌是能量代谢的核心功能类群,可依据底物偏好分为纤维素分解菌与淀粉分解菌两大类,二者的群落结构与活性平衡直接决定了VFAs的产量与乙酸/丙酸比例,进而影响机体能量供给模式及肌肉脂肪沉积。以纤维杆菌属(Fibrobacter)和Ruminococcus为代表的纤维素分解菌,可分泌纤维素酶与半纤维素酶,降解结构性碳水化合物,生成乙酸、丙酸等VFAs,在供给机体能量的同时影响肌肉中脂肪沉积[8]。其中,产琥珀酸丝状杆菌(Fibrobacter succinogenes)、白色瘤胃球菌(Ruminococcus albus)和黄色瘤胃球菌(Ruminococcus flavefaciens)是瘤胃中最主要的3种纤维素分解菌,其相对丰度与粗饲料消化率及乙酸生成量呈显著正相关;溶纤维丁酸弧菌(Butyrivibrio fibrisolvens)和真杆菌属(Eubacterium)部分成员还参与半纤维素及果胶的降解,共同构建协同高效的纤维降解网络。淀粉分解菌,如牛链球菌(Streptococcus bovis)、乳杆菌属(Lactobacillus)、嗜淀粉瘤胃杆菌(Ruminobacter amylophilus)及溶糊精琥珀酸弧菌(Succinivibrio dextrinosolvens)等,主要利用精饲料中的可溶性碳水化合物快速发酵产酸,其活性过高可能导致瘤胃pH下降,进而影响微生物群落平衡[9]。反刍兽新月单胞菌(Selenomonas ruminantium)则能将乳酸转化为丙酸,对维持瘤胃pH稳态及增加糖异生前体供给具有重要意义。丙酸作为主要糖异生前体,可通过葡萄糖-脂肪酸合成途径间接参与肌内脂肪沉积;同时,丙酸还可促进肌糖原储备,有助于减缓宰后糖酵解速率,维持理想极限pH,从而降低白肌肉(PSE肉)、黑干肉(DFD肉)等异常肉的发生风险。

1.2 脂肪分解菌

脂肪分解菌通过脂解和生物氢化双重作用转化饲粮中的脂质,是决定肌肉脂肪酸组成、风味特征及氧化稳定性的关键细菌类群。在脂解环节,解脂厌氧弧菌(Anaerovibrio lipolytica)和Butyrivibrio fibrisolvens负责甘油三酯与磷脂的水解,释放游离脂肪酸,为后续生物氢化提供底物[10]Butyrivibrio是瘤胃中广泛存在的菌群,在幼龄反刍动物瘤胃细菌的早期定植中扮演着重要角色,其参与了脂肪酸的氢化过程,将不饱和脂肪酸(unsaturated fatty acids,UFA)转化为饱和脂肪酸(saturated fatty acids,SFA),并参与共轭亚油酸(conjugated linoleic acid,CLA)的合成[11],这些CLA异构体最终沉积于肌肉,对改善肉品的营养价值和氧化稳定性具有积极作用。梭菌属(Clostridium)中的蛋白溶解梭菌(Clostridium proteoclasticum)能特异性地将油酸氢化为硬脂酸,其过度氢化会提高肌肉中硬脂酸比例,进而提高脂肪熔点并增加脂肪硬度,改变肌肉脂肪酸组成谱,最终影响肌肉脂肪酸氧化稳定性[12]。需要指出的是,反刍动物肌肉的特征性膻味,其主要前体支链脂肪酸并非来自脂解或氢化过程,而是源于蛋白质分解菌对支链氨基酸的代谢。此外,密螺旋体属(Treponema)及部分真杆菌属成员也参与生物氢化中间产物的转化[13],共同调控瘤胃出口脂肪酸中反式脂肪酸与CLA异构体的比例,最终影响肌肉中沉积的脂肪酸的组成谱型。

1.3 蛋白质分解菌

蛋白质分解菌主导瘤胃氮素代谢,通过将饲粮中蛋白质逐级降解为肽、氨基酸并进一步合成MCP,为宿主肌肉中蛋白质的沉积和风味前体物的形成提供核心物质基础。Prevotella作为瘤胃中丰度最高的菌属之一,其中的栖瘤胃普雷沃氏菌(Prevotella ruminicola)在蛋白质降解和肽代谢中发挥关键作用,可将饲粮中蛋白质分解为氨基酸并合成MCP[14];Ruminobacter amylophilusButyrivibrio fibrisolvens也具有较强的蛋白质水解活性,协同完成饲粮中蛋白质的初级降解。丙酸杆菌属(Propionibacterium)则通过谷氨酰胺合成酶等酶系参与氨基酸转化,其代谢产物直接影响肌肉中氨基酸的沉积与风味前体物的形成[15]。此外,以厌氧消化链球菌(Peptostreptococcus anaerobius)和斯氏梭菌(Clostridium sticklandii)为代表的高产氨菌(hyper-ammonia-producing bacteria,HAB)虽然丰度较低,但氨基酸脱氨活性强,过度活跃时会降低饲粮蛋白质利用率、增加氨氮损失,从而削弱肌肉蛋白质沉积效率;同时,部分HAB成员及埃氏巨型球菌(Megasphaera elsdenii)可代谢支链氨基酸生成异丁酸、异戊酸及4-甲基辛酸等支链脂肪酸[16],这些代谢物在肌肉中沉积是反刍动物特征性膻味的直接前体来源,也是形成肉品特征风味的重要物质基础。

2 瘤胃细菌对肉品质的影响

对肉品质的评价主要依据感官、加工与营养3类指标。感官层面的优劣直观体现于肉色、pH及嫩度等属性;营养层面的评估则基于肉中的蛋白质、维生素、氨基酸和脂肪酸等,加工指标包括剪切力和系水力等[17]

2.1 瘤胃细菌对肉pH的影响

pH是微生物发酵的重要指标,当大量碳水化合物被淀粉分解菌Streptococcus bovis快速代谢,乳酸脱氢酶活性增强导致瘤胃乳酸积累,pH降至5.5以下[9]。此时,Prevotella ruminicola可通过增强丙酸合成酶活性,将乳酸转化为丙酸,使瘤胃pH回升[18]。丙酸在肝脏中可激活糖异生关键酶——磷酸烯醇式丙酮酸羧激酶(phosphoenolpyruvate carboxykinase,PEPCK),催化草酰乙酸转化为磷酸烯醇式丙酮酸(phosphoenolpyruvate,PEP)和二氧化碳,血糖水平提高,从而促进肌肉中肌糖原储备的增加[19]。肉的pH通过影响系水力、色泽及保质期决定其品质,PSE肉的低pH或DFD肉的高pH会显著降低肉的商品价值[20]。肌肉pH主要取决于宰后肌糖原酵解速率,而瘤胃细菌通过代谢产物VFA、乳酸等间接影响这一过程。屠宰后肌糖原酵解产生的乳酸量与初始糖原含量呈正相关,而适当的糖原储备可使肌肉pH稳定在正常范围,减少PSE肉的发生[21]。Huff-Lonergan等[22]曾提出,肌糖原水平是决定宰后pH的核心因素。研究表明,丙酸能够促进糖异生并通过影响肌糖原合酶活性,从而调节肌肉中的糖原储备,进而影响宰后肉的最终pH,进一步支持其对肉品质的调控作用[23]。有研究发现,瘤胃内厚壁菌门(Firmicutes)与拟杆菌门(Bacteroidetes)比值降低,可降低乙酸含量,提高丙酸含量[24]。丙酸可抑制肌肉中磷酸果糖激酶活性,进而减缓糖原酵解速率,提高宰后24 h肌肉pH[25]

2.2 瘤胃细菌对肉中蛋白质的影响

蛋白质及其降解产物是肉品风味与营养的核心来源。甘氨酸、丙氨酸等可赋予肉品鲜味,而组氨酸、色氨酸则与苦味相关[26-27]。瘤胃细菌可通过降解饲粮蛋白质、合成MCP及转化氨基酸,调节肌肉中氨基酸的种类与含量[28]
饲粮蛋白质在瘤胃中经蛋白质分解菌Butyrivibrio fibrisolvensPrevotella albensis与一系列肽菌的协同作用,逐步降解为氨基酸[29]Prevotella albensis作为主要的蛋白质分解菌,其分泌的蛋白酶可将饲粮中的蛋白质分解为谷氨酸[30]。Nishimura等[27]发现,肌肉中谷氨酸含量每增加1 mg/g,其鲜味评分提升0.8分(满分为10分),证明谷氨酸是核心鲜味氨基酸之一。然而,Prevotella albensis对肉品风味的作用具有两面性。Zhao等[31]发现,羔羊瘤胃中Prevotella albensis相对丰度与肌肉中膻味前体物4-甲基辛酸(4-methyloctanoic acid,MOA)、4-甲基壬酸(4-methylnonanoic acid,MNA)含量呈显著正相关;基于宏基因组的分析进一步将这一关联精细化至种水平,Prevotella sp. Rep29相对丰度与背最长肌中MOA含量呈显著正相关[32]。这提示,Prevotella albensis在生成鲜味氨基酸的同时,还可能通过支链氨基酸代谢途径贡献于关键4-烷基支链脂肪酸(key 4-alkyl-branched chain fatty acids,KBCFA)的合成,其净效应取决于菌群整体结构与代谢方向。同时,瘤胃细菌在代谢过程中产生的或促进宿主消化吸收的氨基酸,尤其是谷氨酰胺,能够激活肌肉细胞中的哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mammalian target of rapamycin,mTOR)信号通路,进而促进肌球蛋白的合成。鉴于肌球蛋白含量与肉的嫩度呈正相关,这揭示了瘤胃细菌通过氨基酸代谢对肉的嫩度具有潜在的调控作用[33]

2.3 瘤胃细菌对肉中氨基酸的影响

肌肉中氨基酸含量直接反映肉的营养价值。研究表明,氨基酸总量越高,肉的营养评分越高[27]。嫩度是评价肉品质的重要指标,其形成与宰后肌肉肌糖原含量、pH以及内源性蛋白酶的活性密切相关。费氏丙酸杆菌(Propionibacterium freudenreichii)通过其主导的丙酸发酵途径,影响反刍动物肝脏糖异生及肌肉中肌糖原的储备。充足的肌糖原储备有助于维持宰后肌肉pH的正常下降曲线,使最终pH稳定在正常范围,从而保障钙蛋白酶的最佳活性,进而改善肉的嫩度[34]。钙蛋白酶活性升高可促进肌原纤维蛋白的降解,降低肌肉剪切力,并显著改善肉的嫩度[35]。此外,瘤胃细菌代谢产生的支链氨基酸可沉积于肌肉中,这些支链氨基酸在烹饪过程中与葡萄糖发生美拉德反应,并生成2,3-二甲基吡嗪等风味物质[36],进而改善肉品质,此反应产物对肉的风味有积极贡献。

2.4 瘤胃细菌对肉中脂肪酸的影响

肉品质最直接、最核心的决定因素之一是肌内脂肪含量及其组成,它不仅关乎肉的风味和营养价值,还影响着肉的氧化稳定性和货架期。瘤胃作为反刍动物脂肪代谢的“第一站”,其细菌的生物氢化活动从源头上决定了进入宿主循环系统的脂肪酸的种类和数量。单不饱和脂肪酸(monounsaturated fatty acids,MUFA)与SFA可改善肉的多汁性与风味,而多不饱和脂肪酸(polyunsaturated fatty acids,PUFA)比例过高则易导致脂质氧化而产生膻味[37]。瘤胃细菌通过氢化作用、特异性脂肪酸合成等过程,直接调控肌肉中脂肪酸的种类与比例。
不同功能的瘤胃细菌可合成独特的奇数链和支链脂肪酸(odd- and branched-chain fatty acids,OBCFA):纤维素分解菌(Fibrobacter succinogenes)与异构脂肪酸(isomeric fatty acids,iso FA)的合成密切相关,其相对丰度与肌肉中异构C15∶0(iso C15∶0)含量呈显著正相关,而淀粉分解菌则以反式异构及线性奇数链脂肪酸为主[38]。Baumann等[39]发现,OBCFA可改善肉的加工品质,这些OBCFA可通过血液运输至肌肉沉积,其中iso C15∶0可通过稳定肌肉细胞膜结构提高肉的系水力,降低蒸煮损失。
脂肪酸的氧化降解产物为醛类及酮类,是肉中挥发性风味物质的主要来源。研究发现,羊肉膻味强度与硬脂酸、油酸及亚麻酸含量呈正相关[40]。有研究指出,硬脂酸是膻味脂肪酸的前体物质[28],瘤胃中的亚麻酸经氢化生成硬脂酸,而Clostridium proteoclasticum可通过还原酶将油酸转化为反式-11 C18∶1,最终合成硬脂酸[12];该菌的氢化活性可使瘤胃内硬脂酸产量提高,而肌肉中硬脂酸的积累与膻味相关的壬醛生成量呈正相关,进一步证实了其对肉风味的直接影响[41]

3 影响瘤胃细菌调控肉品质的因素

瘤胃细菌对肉品质的调控效果受饲粮、动物品种及饲养方式等因素影响,通过改变这些因素可定向改善肉品质。
饲粮精粗比是调控反刍动物肉品质的关键因素,其核心机制在于重塑瘤胃菌群结构与脂肪酸氢化路径。高精料饲粮会降低纤维素分解菌的丰度,促进淀粉分解菌增殖,使牛肉的SFA比例升高,从而增加脂肪硬度,影响肉的口感与营养特征[42]。具体而言,高淀粉底物促使Streptococcus bovis爆发性生长,产生大量乳酸并抑制Ruminococcus flavefaciens的纤维素降解活性;酸性环境诱导生物氢化发生“反式-10位移”,阻碍CLA前体异油酸(vaccenic acid)的生成[41],削弱了肉中对人体有益的UFA积累。相反,高纤维饲粮有利于纤维素分解菌定植,并通过增强Butyrivibrio活性优化瘤胃乙酸/丙酸比例,提高肌肉中奇数碳链与OBCFA的合成量[43],这对改善牛、羊肉风味具有积极作用。此外,直接添加亚麻籽、藻类等富含PUFA的饲料,能利用长链PUFA对瘤胃原虫及革兰氏阳性菌的毒性,抑制微生物对脂肪酸的饱和作用,有效增加肌肉中n-3 PUFA含量[44-45],进一步提升肉品的健康价值。益生菌与益生元可调节瘤胃菌群平衡,补充纤维溶解型细菌可提高CLA合成效率[46];植物提取物能抑制有害菌增殖,维持瘤胃pH稳定,减少异常肉的发生[9]
不同品种反刍动物的瘤胃菌群结构存在差异,肉牛与肉羊的脂肪酸氢化菌丰度不同,导致肌肉脂肪酸组成有显著差异[45]。宿主基因型对细菌存在筛选效应,进而影响饲料转化率及肌内脂肪沉积。育肥期反刍动物瘤胃细菌活性更高,对蛋白质与脂肪的代谢能力更强,此时调控菌群可显著改善肉品质[47]。另外,热应激会破坏瘤胃屏障,导致脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)移位并引发炎症,降低肌肉系水力,此时利用微生态制剂恢复菌群稳态,能有效缓解热应激导致的肉品质下降[48]

4 瘤胃细菌调控肉品质的可能机制

4.1 瘤胃细菌对脂肪酸的氢化作用

瘤胃细菌通过生物氢化作用水解饲粮中的脂类物质,并将UFA释放出来转化为SFA[43]Butyrivibrio氢化菌在这一过程中起核心作用,研究表明,将纤维溶解型的Butyrivibrio接种于高亚油酸饲粮饲喂山羊,可以显著提高瘤胃液中CLA与α-亚麻酸的比例,其中CLA的合成量增加,瘤胃中新合成的CLA并不直接进入肌肉,而是经历了复杂的转运过程:CLA先随食糜进入小肠,经淋巴系统在肠道中与其他脂肪酸一起被吸收并组装成乳糜微粒,进入血液循环;到达肌肉组织后将CLA释放,游离的CLA在脂肪酸转位酶CD36和脂肪酸转运蛋白(fatty acid transport protein,FATP)家族的作用下进入肌细胞,正是通过这一完整的转运链条,最终实现了肌肉中CLA沉积量增加的效果[46]。Sañudo等[40]发现,CLA含量与羊肉风味评分呈正相关。CLA不仅能改善肉的多汁性,还能通过抑制脂质氧化酶凝集素样氧化型低密度脂蛋白受体-1(lectin-like oxidized low-density lipoprotein receptor-1,LOX-1)活性,减少己醛的生成,此机制使羊肉膻味强度降低15%~20%。有研究发现,高精料饲粮会改变纤维杆菌数量,诱导UFA氢化途径偏移,导致反式-10 C18∶1积累,进而影响肌肉中脂肪酸组成[49]

4.2 瘤胃细菌代谢产物通过信号通路影响脂肪沉积的可能机制

反刍动物体内脂肪含量的差异主要源于脂肪细胞在大小与数量上的动态变化,这2种方式调整了能量的储存模式。调控这一过程的核心是一个由腺苷酸活化蛋白激酶(AMP-activated protein kinase,AMPK)、过氧化物酶体增殖物激活受体(peroxisome proliferator-activated receptor,PPAR)和mTOR等构成的复杂信号网络,主导着脂肪沉积与细胞分化的进程。而瘤胃来源的VFAs,则是激活或抑制该网络的关键微生物信号分子。
作为短链脂肪酸的关键受体,G蛋白偶联受体41(G protein-coupled receptor 41,GPR41)GPR41与G蛋白偶联受体43(G protein-coupled receptor 43,GPR43)是连接细菌与宿主的重要通路调控信号[50]。研究发现,丁酸正是通过激活这2种受体,进而抑制脂蛋白脂肪酶(lipoprteinlipase,LPL)的mRNA表达,最终抑制肝脏脂肪的合成与脂肪细胞的分化[51]
AMPK是调控动物脂肪沉积及脂肪细胞增殖分化的核心因子。Wang等[52]发现,植物乳杆菌69-2与半乳寡糖协同干预可降低小鼠肝脏脂肪合成,其机制可能与丁酸含量升高所致肝脏AMPK及沉默信息调节因子1(silent information regulator 1,SIRT1)活性增强有关[53]。LPS作为革兰氏阴性菌的特征性成分,亦在脂肪细胞发育中发挥重要调控作用。研究表明,LPS可显著促进前脂肪细胞增殖及向成熟脂肪细胞的分化,这一生物学效应的潜在机制可能与非受体蛋白酪氨酸激酶(tyrosine kinase,JAK)的表达上调有关,其机制涉及2条信号通路:一方面,LPS与细胞膜上的Toll样受体4(Toll-like receptor 4,TLR4)结合,通过衔接蛋白髓样分化因子88(myeloid differentiation primary response protein 88,MyD88)等激活Janus激酶2(Janus kinase 2,JAK2),使其发生酪氨酸磷酸化,进而活化下游的信号转导及转录激活因子(signal transducer and activator of transcription,STAT);另一方面,LPS通过诱导细胞能量代谢扰动,激活AMPK信号通路[54]。JAK/STAT与AMPK 2条信号通路通过独立的分子机制共同促进胞质磷脂酶A2(cytosolic phospholipase A2,cPLA2)的表达水平升高,这种级联反应最终驱动了前脂肪细胞的增殖和分化[54]
PPAR包含3种亚型:PPARα、PPARβ/δ和PPARγ,通过调节多种信号通路在转录水平上影响目标基因的表达,在脂肪细胞的分化和棕色脂肪细胞的转化中发挥作用[55]。乙酸和丁酸提升前体脂肪细胞分化的能力,主要归因于其对关键转录因子PPARγ和CCAAT增强子结合蛋白(CCAAT enhancer binding proteins,C/EBPs)mRNA表达的显著上调作用[56-57]。乙酸可通过激活GPR43受体,经由特定的信号转导途径,最终促使环腺苷酸效应元件结合蛋白(cyclic AMP response element-binding protein,CREB)活化,进而实现其对C/EBPs的活化作用,而PPARγ和C/EBPs协同作用则可以促进棕色脂肪细胞分化,以及促进棕色脂肪细胞中线粒体内膜解偶联蛋白-1的mRNA表达,影响棕色脂肪细胞的形态改变[58]
mTOR是参与转录、翻译及核糖体合成等生物过程的关键蛋白[56]。乙酸可通过双重路径调控脂肪沉积:一方面,乙酸减少核转录因子固醇调节元件结合蛋白-1(sterol regulatory element-binding protein-1,SREBP-1)的表达,从而降低脂肪酸合成酶(fatty acid synthetase,FAS)和乙酰辅酶A羧化酶(acetyl-CoA carboxylase,ACC)的基因转录活性,抑制脂肪酸从头合成[54];另一方面,乙酸通过抑制PPARγ的激活,减少甘油三酯的储存和脂肪转化效率[59]。此外,Zhao等[60]研究发现,乙酸可能通过mTOR/真核起始因子4E(eukaryotic initiation factor 4E,eIF4E)信号通路对脂肪酸从头合成和去饱和进行调节。
VFAs作为瘤胃微生物发酵的核心代谢产物,是连接细菌活动与宿主脂肪代谢的关键介导因子。反刍动物瘤胃细菌通过产生VFAs来调控多种信号通路,是影响其脂肪代谢与肉品质形成的一个重要途径。

5 小结与展望

瘤胃细菌通过脂肪酸代谢、pH平衡及蛋白质转化3条核心路径,在反刍动物肉品质形成中发挥关键的调控作用:以Butyrivibrio为核心的生物氢化菌群决定了肌肉中CLA与UFA的沉积水平,直接影响肉的营养价值与风味特征;纤维素分解菌与淀粉分解菌的群落平衡通过调控丙酸供给,影响肌糖原储备与宰后pH下降曲线,进而调节肌肉嫩度;以Prevotella ruminicola为代表的蛋白质分解菌将饲粮蛋白质降解为谷氨酸等鲜味氨基酸,为肌肉风味前体物的沉积提供物质基础,而Megasphaera elsdenii等代谢支链氨基酸生成4-甲基辛酸等膻味前体物,共同塑造肉的特征风味。
然而,本综述存在一定局限性:其一,当前关于瘤胃细菌与肉品质关系的研究多集中于相关性分析,因果机制的直接证据相对不足,且不同研究在动物品种、饲养条件、检测方法等方面存在差异,导致部分结论的可比性和普适性有限;其二,本文以碳水化合物分解菌、脂肪分解菌和蛋白质分解菌三大细菌类群为主线展开论述,未涉及瘤胃中古菌、真菌及噬菌体等非细菌类微生物在肉品质调控中的潜在作用,难以全面呈现瘤胃微生态的整体调控图景;其三,瘤胃细菌与宿主之间的互作受遗传背景、年龄、生理阶段及环境因素等多重影响,本综述未对上述因素进行系统整合分析。
针对上述不足,今后的研究可重点关注以下几个方向:一是利用宏基因组、代谢组等多组学联合技术,结合体外发酵模型与关键酶基因验证,解析瘤胃细菌-代谢物-肌肉的跨器官调控网络,从“相关性”向“因果性”推进;二是筛选高效纤维素分解菌、CLA合成菌及支链脂肪酸代谢调控菌等功能菌株,开发针对不同品种和生产目标的个性化微生物制剂,近期,以沙葱及其提取物为代表的植物源活性成分已被证实可定向调控Prevotella albensis等关键菌属的丰度,并通过泛酸-辅酶A与硫胺素等代谢通路减少羊肉膻味前体物的沉积、改善贮藏品质,提示瘤胃细菌的精准干预在肉品质调控中具有可行性[31,61];三是结合饲粮配方与饲养方式优化,建立基于菌群调控的肉品质改良技术体系;四是拓展研究对象范围,关注古菌、真菌等非细菌类微生物及其与细菌的协同作用,构建更全面的瘤胃微生态调控模型,为反刍动物养殖的提质增效提供理论与实践支持。
[1]
CHEN L, QIU Q, JIANG Y, et al. Large-scale ruminant genome sequencing provides insights into their evolution and distinct traits[J]. Science, 2019, 364(6446):eaav6202.

DOI

[2]
LI C H, WEI J S, JING Y P, et al. A β-glucosidase-producing M-2 strain:isolation from cow dung and fermentation parameter optimization for flaxseed cake[J]. Animal Nutrition, 2019, 5(1):101-108.

DOI

[3]
EDWARDS J E, FORSTER R J, CALLAGHAN T M, et al. PCR and omics based techniques to study the diversity,ecology and biology of anaerobic fungi:insights,challenges and opportunities[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8:1657.

DOI

[4]
WEIMER P J. Redundancy,resilience,and host specificity of the ruminal microbiota:implications for engineering improved ruminal fermentations[J]. Frontiers in Microbiology, 2015, 6:296.

[5]
KRAUSE T R, LOURENCO J M, WELCH C B, et al. The relationship between the rumen microbiome and carcass merit in Angus steers[J]. Journal of Animal Science, 2020, 98(9):skaa287.

[6]
BERGMAN E N. Energy contributions of volatile fatty acids from the gastrointestinal tract in various species[J]. Physiological Reviews, 1990, 70(2):567-590.

DOI PMID

[7]
张洪涛. 不同玉米青贮水平对荷斯坦后备牛瘤胃液微生物组及其代谢组的影响[D]. 博士学位论文. 北京: 中国农业大学, 2017.

ZHANG H. Effects of corn silage levels on rumen fluid microbiota and its metabolome in Holstein heifers[D]. Ph.D. Thesis. Beijing: China Agricultural University, 2017. (in Chinese)

[8]
WEIMER P J. Degradation of cellulose and hemicellulose by ruminal microorganisms[J]. Microorganisms, 2022, 10(12):2345.

DOI

[9]
LEI Z M, ZHANG K, LI C, et al. Dietary supplementation with essential-oils-cobalt for improving growth performance,meat quality and skin cell capacity of goats[J]. Scientific Reports, 2018, 8(1):11634.

DOI

[10]
HOBSON P N, MANN S O. The isolation of glycerol-fermenting and lipolytic bacteria from the rumen of the sheep[J]. Journal of General Microbiology, 1961, 25:227-240.

PMID

[11]
HUWS S A, KIM E J, CAMERON S J S, et al. Characterization of the rumen lipidome and microbiome of steers fed a diet supplemented with flax and echium oil[J]. Microbial Biotechnology, 2015, 8(2):331-341.

DOI PMID

[12]
MCKAIN N, SHINGFIELD K J, WALLACE R J. Metabolism of conjugated linoleic acids and 18:1 fatty acids by ruminal bacteria:products and mechanisms[J]. Microbiology, 2010, 156(Pt 2):579-588.

DOI

[13]
YOKOYAMA M T, DAVIS C L. Hydrogenation of unsaturated fatty acids by Treponema (Borrelia) strain B25,a rumen spirochete[J]. Journal of Bacteriology, 1971, 107(2):519-527.

DOI

[14]
WIRTH R, KÁDÁR G, KAKUK B, et al. The planktonic core microbiome and core functions in the cattle rumen by next generation sequencing[J]. Frontiers in Microbiology, 2018, 9:2285.

DOI PMID

[15]
KIM J N, CANN I K O, MACKIE R I. Purification,characterization,and expression of multiple glutamine synthetases from Prevotella ruminicola 23[J]. Journal of Bacteriology, 2012, 194(1):176-184.

DOI

[16]
DA SILVA CABRAL L, WEIMER P J. Megasphaera elsdenii:its role in ruminant nutrition and its potential industrial application for organic acid biosynthesis[J]. Microorganisms, 2024, 12(1):219.

DOI

[17]
万发春, 张幸开, 张丽萍, 等. 牛肉品质评定的主要指标[J]. 中国畜牧兽医, 2004, 31(12):17-19.

WAN F C, ZHANG X K, ZHANG L P, et al. The main indexes of beef quality evaluation and measurement[J]. China Animal Husbandry & Veterinary Medicine, 2004, 31(12):17-19. (in Chinese)

[18]
龙黎明, 毛胜勇, 苏勇, 等. 一株瘤胃源乳酸利用菌的分离鉴定及其体外代谢特性[J]. 微生物学报, 2008, 48(12):1571-1577.

LONG L M, MAO S Y, SU Y, et al. Isolation and in vitro metabolic characterization of a lactate-utilizing bacterium from goat rumen[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2008, 48(12):1571-1577. (in Chinese)

[19]
MARTINEZ-FERNANDEZ G, DENMAN S E, YANG C L, et al. Methane inhibition alters the microbial community,hydrogen flow,and fermentation response in the rumen of cattle[J]. Frontiers in Microbiology, 2016, 7:1122.

[20]
DA COSTA A S H, BESSA R J B, PIRES V M R, et al. Is hepatic lipid metabolism of beef cattle influenced by breed and dietary silage level?[J]. BMC Veterinary Research, 2014, 10(1):65.

DOI

[21]
BEHAN A A, AKHTAR M T, LOH T C, et al. Meat quality,fatty acid content and NMR metabolic profile of Dorper sheep supplemented with bypass fats[J]. Foods, 2021, 10(5):1133.

DOI

[22]
HUFF-LONERGAN E, LONERGAN S M. Mechanisms of water-holding capacity of meat:the role of postmortem biochemical and structural changes[J]. Meat Science, 2005, 71(1):194-204.

DOI

[23]
FASSAH D M. Effects of castration,cold temperature,and dietary glycerol on gluconeogenesis and lipid metabolism,growth performance,and meat quality in Korean cattle[D]. Ph.D. Thesis. Seoul: Seoul National University, 2019.

[24]
LI L B, WANG L L, GAO Y Q, et al. Effective antimicrobial activity of plectasin-derived antimicrobial peptides against Staphylococcus aureus infection in mammary glands[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8:2386.

DOI

[25]
BARANA D, SALANTI A, ORLANDI M, et al. Biorefinery process for the simultaneous recovery of lignin,hemicelluloses,cellulose nanocrystals and silica from rice husk and Arundo donax[J]. Industrial Crops and Products, 2016, 86:31-39.

DOI

[26]
SOLMS J. Taste of amino acids,peptides,and proteins[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1969, 17(4):686-688.

DOI

[27]
NISHIMURA T, KATO H. Taste of free amino acids and peptides[J]. Food Reviews International, 1988, 4(2):175-194.

DOI

[28]
ELMORE J S, COOPER S L, ENSER M, et al. Dietary manipulation of fatty acid composition in lamb meat and its effect on the volatile aroma compounds of grilled lamb[J]. Meat Science, 2005, 69(2):233-242.

DOI PMID

[29]
SALES M, LUCAS F, BLANCHART G. Effects of ammonia and amino acids on the growth and proteolytic activity of three species of rumen bacteria:Prevotella albensis,Butyrivibrio fibrisolvens,and Streptococcus bovis[J]. Current Microbiology, 2000, 40(6):380-386.

DOI

[30]
HENDERSON G, COX F, GANESH S, et al. Rumen microbial community composition varies with diet and host,but a core microbiome is found across a wide geographical range[J]. Scientific Reports, 2015, 5(1):14567.

DOI

[31]
ZHAO Y B, ZHANG Y M, KHAS E, et al. Effects of Allium mongolicum Regel ethanol extract on three flavor-related rumen branched-chain fatty acids,rumen fermentation and rumen bacteria in lambs[J]. Frontiers in Microbiology, 2022, 13:978057.

DOI

[32]
WANG X Y, BAI C, ERDENE K, et al. Supplemental Allium mongolicum Regel reduces key mutton flavor 4-alkyl-branched chain fatty acids in longissimus dorsi muscle by regulating rumen microbiota and metabolism of lambs[J]. Journal of Agriculture and Food Research, 2025, 23:102303.

DOI

[33]
JUNG E Y, HWANG Y H, JOO S T. The relationship between chemical compositions,meat quality,and palatability of the 10 primal cuts from Hanwoo steer[J]. Korean Journal for Food Science of Animal Resources, 2016, 36(2):145-151.

DOI

[34]
KIM J N, MÉNDEZ-GARCÍA C, GEIER R R, et al. Metabolic networks for nitrogen utilization in Prevotella ruminicola 23[J]. Scientific Reports, 2017, 7(1):7851.

DOI

[35]
DUCKETT S K, SNOWDER G D, COCKETT N E. Effect of the callipyge gene on muscle growth,calpastatin activity,and tenderness of three muscles across the growth curve[J]. Journal of Animal Science, 2000, 78(11):2836-2841.

DOI

[36]
XIN R, MA L X, LIU R, et al. Contribution of lipids to the flavor of mussel (Mytilus edulis) Maillard reaction products[J]. Foods, 2022, 11(19):3015.

DOI

[37]
CAMERON N D, ENSER M B. Fatty acid composition of lipid in Longissimus dorsi muscle of Duroc and British Landrace pigs and its relationship with eating quality[J]. Meat Science, 1991, 29(4):295-307.

DOI

[38]
CAPASSO L. Biodiversity of pycnodonts (Actinopterygii) during the Cenomanian-Turonian (Upper Cretaceous)[J]. Historical Biology, 2024, 368(8):1557-1569.

[39]
BAUMANN E, CHOUINARD P Y, LEBEUF Y, et al. Effect of lipid supplementation on milk odd- and branched-chain fatty acids in dairy cows[J]. Journal of Dairy Science, 2016, 99(8):6311-6323.

DOI PMID

[40]
SAÑUDO C, ENSER M E, CAMPO M M, et al. Fatty acid composition and sensory characteristics of lamb carcasses from Britain and Spain[J]. Meat Science, 2000, 54(4):339-346.

PMID

[41]
JENKINS T, WALLACE R, MOATE P, et al. Board-invited review:recent advances in biohydrogenation of unsaturated fatty acids within the rumen microbial ecosystem[J]. Journal of Animal Science, 2008, 86(2):397-412.

DOI

[42]
HONKANEN A M, LESKINEN H, TOIVONEN V, et al. Metabolism of α-linolenic acid during incubations with strained bovine rumen contents:products and mechanisms[J]. British Journal of Nutrition, 2016, 115(12):2093-2105.

DOI

[43]
BUCCIONI A, DECANDIA M, MINIERI S, et al. Lipid metabolism in the rumen:new insights on lipolysis and biohydrogenation with an emphasis on the role of endogenous plant factors[J]. Animal Feed Science and Technology, 2012, 174(1/2):1-25.

DOI

[44]
GÓMEZ-CORTÉS P, DE LA FUENTE M A, PEÑA BLANCO F, et al. Feeding algae meal to feedlot lambs with competent reticular groove reflex increases omega-3 fatty acids in meat[J]. Foods, 2021, 10(2):366.

DOI

[45]
GUO Y P, ZHAO X G, LIU M, et al. Using fecal DNA metabarcoding to investigate foraging reveals the effects of specific herbage on the improved n-3 fatty acid (PUFA) composition in the longissimus dorsi muscle of grazing Tan sheep[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2021, 69(33):9725-9734.

DOI

[46]
KOIKE S, UENO M, MIURA H, et al. Rumen microbiota and its relation to fermentation in lactose-fed calves[J]. Journal of Dairy Science, 2021, 104(10):10744-10752.

DOI PMID

[47]
LI F, ZHANG Z A, LI X Y, et al. Effect of duration of linseed diet supplementation before slaughter on the performances,meat fatty acid composition and rumen bacterial community of fattening lambs[J]. Animal Feed Science and Technology, 2020, 263:114457.

DOI

[48]
CONTE G, CIAMPOLINI R, CASSANDRO M, et al. Feeding and nutrition management of heat-stressed dairy ruminants[J]. Italian Journal of Animal Science, 2018, 17(3):604-620.

DOI

[49]
ENJALBERT F, COMBES S, ZENED A, et al. Rumen microbiota and dietary fat:a mutual shaping[J]. Journal of Applied Microbiology, 2017, 123(4):782-797.

DOI

[50]
JOCKEN J W E, GONZÁLEZ HERNÁNDEZ M A, HOEBERS N T H, et al. Short-chain fatty acids differentially affect intracellular lipolysis in a human white adipocyte model[J]. Frontiers in Endocrinology, 2017, 8:372.

DOI PMID

[51]
赵利芹. 丁酸钠对肉鸡脂肪沉积的作用及机制研究[D]. 硕士学位论文. 泰安: 山东农业大学, 2019.

ZHAO L Q.Effect and mechanism of sodium butyrate on fat deposition in broilers[D].Master’s Thesis. Tai’an: Shandong Agricultural University, 2019. (in Chinese)

[52]
WANG W, LIU F, XU C, et al. Lactobacillus plantarum 69-2 combined with galacto-oligosaccharides alleviates D-galactose-induced aging by regulating the AMPK/SIRT1 signaling pathway and gut microbiota in mice[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2021, 69(9):2745-2757.

DOI

[53]
ANGGREINI P, KUNCORO H, SUMIWI S A, et al. Role of the AMPK/SIRT1 pathway in non-alcoholic fatty liver disease (review)[J]. Molecular Medicine Reports, 2023, 27(2):35.

DOI

[54]
CHANG C C, SIA K C, CHANG J F, et al. Lipopolysaccharide promoted proliferation and adipogenesis of preadipocytes through JAK/STAT and AMPK-regulated cPLA2 expression[J]. International Journal of Medical Sciences, 2019, 16(1):167-179.

DOI

[55]
KOPPEN A, KALKHOVEN E. Brown vs white adipocytes:the PPARgamma coregulator story[J]. FEBS Letters, 2010, 584(15):3250-3259.

DOI

[56]
LI G L, YAO W, JIANG H L. Short-chain fatty acids enhance adipocyte differentiation in the stromal vascular fraction of porcine adipose tissue[J]. Journal of Nutrition, 2014, 144(12):1887-1895.

DOI PMID

[57]
孙超, 王力, 田亮, 等. 脂肪酸对小鼠前体脂肪细胞分化中脂代谢基因mRNA表达的影响[J]. 西北农业学报, 2009, 18(4):1-4.

SUN C, WANG L, TIAN L, et al. Regulation of expression of gene related to lipid metabolism in adipocyte differentiation of mouse by fatty acid[J]. Acta Agriculturae Boreali-Occidentalis Sinica, 2009, 18(4):1-4. (in Chinese)

[58]
HU J M, KYROU I, TAN B K, et al. Short-chain fatty acid acetate stimulates adipogenesis and mitochondrial biogenesis via GPR43 in brown adipocytes[J]. Endocrinology, 2016, 157(5):1881-1894.

DOI PMID

[59]
HAGIWARA A, CORNU M, CYBULSKI N, et al. Hepatic mTORC2 activates glycolysis and lipogenesis through Akt,glucokinase,and SREBP1c[J]. Cell Metabolism, 2012, 15(5):725-738.

DOI

[60]
ZHAO Y L, GUO X Y, YAN S M, et al. Acetate regulates milk fat synthesis through the mammalian target of rapamycin/eukaryotic initiation factor 4E signaling pathway in bovine mammary epithelial cells[J]. Journal of Dairy Science, 2021, 104(1):337-345.

DOI PMID

[61]
LIU W J, TANG D F, AO C J. Adding of Allium mongolicum Regel extracts to lamb feedlot diets influences 4-alkyl-branched fatty acids deposition and the meat quality during storage[J]. Meat Science, 2022, 193:108951.

DOI

Outlines

/